Hologic Aptima GC Assay, Panther; Aptima GC Assay, Tigris; Aptima GC Assay, DTS Mode d'emploi

Aptima
™
Test Aptima Neisseria gonorrhoeae
™
Pour diagnostic in vitro.
Réservé à l’exportation américaine.
Information générale. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2
Usage prévu . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2
Résumé et explication du test . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2
Principes de la procédure . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 3
Avertissements et précautions . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 4
Conditions de conservation et de manipulation des réactifs . . . . . . . . . . . . . 7
Collecte et conservation des échantillons . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 8
Interprétation des tests – CQ/Résultats patients. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 38
Limites . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 41
Résultats des études cliniques . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 43
Valeurs attendues pour les DTS Systems . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 44
Rendement du test avec les DTS Systems . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 47
Rendement analytique des DTS Systems . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 61
Concordance des échantillons cliniques pour le Tigris DTS System . . . . . 65
Rendement analytique du Tigris DTS System . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 69
Rendement analytique du Panther System . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 73
Bibliographie. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 74
DTS™ Systems
Tigris™ DTS™ System
DTS Systems ............................................................. 11
Tigris DTS System.................................................... 24
Réactifs et matériel fournis ............................................ 11
Matériel requis mais vendu séparément........................12
Matériel optionnel ..........................................................13
Procédure de test à l’aide des DTS Systems ................14
Remarques concernant la procédure ............................20
Réactifs et matériel fournis............................................24
Matériel requis mais vendu séparément .......................25
Matériel optionnel ..........................................................26
Procédure de test pour le Tigris DTS System ...............27
Remarques concernant la procédure ............................30
Panther™ System
Panther System ....................................................................31
Réactifs et matériel fournis ............................................31
Matériel requis mais vendu séparément........................32
Matériel optionnel ..........................................................33
Procédure de test pour le Panther System....................33
Remarques concernant la procédure ............................36
Test Aptima Neisseria gonorrhoeae
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502486FC Rev. 005
Aptima
Information générale
™
Information générale
Usage prévu
Le test Aptima™ pour Neisseria gonorrhoeae est un test par sonde d’acide nucléique pour
l’amplification de cible qui utilise la capture de cible pour la détection qualitative in vitro du
RNA ribosomique (rRNA) de Neisseria gonorrhoeae (GC) afin de faciliter le diagnostic des
infections gonococciques de l’appareil génito-urinaire au moyen du Tigris DTS System, du
Panther System ou de l’instrumentation semi-automatique des DTS Systems, comme
indiqué. Ce test peut être employé pour analyser les échantillons suivants provenant
d’individus symptomatiques : échantillons endocervicaux ou vaginaux féminins et échantillons
urétraux masculins collectés par un clinicien à l’aide d’un écouvillon; échantillons d’urine
féminins et masculins. Ce test peut être employé pour analyser les échantillons suivants
provenant d’individus asymptomatiques : échantillons endocervicaux et vaginaux collectés
par un clinicien à l’aide d’un écouvillon; échantillons collectés par la patiente à l’aide d’un
écouvillon vaginal1; échantillons d’urine féminins et masculins. Ce test est aussi prévu pour
être utilisé avec les tests d’échantillons gynécologiques de patientes à la fois
symptomatiques et asymptomatiques. Ces échantillons cervicaux collectés dans les flacons
de solution PreservCyt™ peuvent être testés avant ou après le traitement du frottis. Seuls les
échantillons traités avec le système ThinPrep™ 2000 peuvent être testés après le frottis.
Les échantillons collectés par la patiente à l’aide d’un écouvillon vaginal représentent une option de
dépistage chez la femme lorsqu’un examen pelvien n’est pas autrement indiqué. Le Kit de prélèvement de
spécimen sur écouvillon Aptima Multitest n’est pas conçu pour une utilisation à domicile.
1
Résumé et explication du test
Les infections à Neisseria gonorrhoeae représentent l’une des infections transmissibles
sexuellement les plus courantes au monde. En 2016, les Centres de contrôle des maladies
(Centers for Disease Control) ont recensé, sur le territoire américain uniquement, un nombre
de cas de nouvelles infections à GC estimé à 468 514 (146 cas sur 100 000) (2).
N. gonorrhoeae est l’agent responsable des maladies gonococciques. Les Neisseria sont des
diplocoques Gram-négatifs non motiles. La majorité des infections gonococciques prennent
la forme d’infections du tractus génital inférieur dénuées de complications et peuvent être
asymptomatiques. Toutefois, si elles ne sont pas traitées chez la femme, ces infections
peuvent remonter vers l’utérus et provoquer des atteintes inflammatoires pelviennes (AIP).
Ces AIP se manifestent sous forme d’endométrites, de salpingites, de pelvipéritonites et
d’abcès ovario-tubaires. Un faible pourcentage des personnes souffrant d’infections
gonococciques peut développer des infections gonococciques disséminées (DGI) (8, 11).
Le diagnostic conventionnel de l’infection à GC nécessite l’isolation de l’organisme dans un
support sélectif ou l’observation des diplocoques sur des frottis à coloration de Gram (9). Les
méthodes de culture peuvent offrir une bonne sensibilité clinique, mais elles dépendent
fortement de la qualité de la manipulation des échantillons. De mauvaises conditions de
conservation ou de transport des échantillons peuvent affecter la viabilité des organismes et
donner des résultats faussement négatifs. En outre, des techniques d’échantillonnages
médiocres, du matériel d’échantillonnage toxique et l’inhibition de la croissance par des
composants de sécrétion corporelle, peuvent également entraîner des résultats faussement
négatifs (3, 10). Hormis les cultures, les méthodes couramment utilisées pour la détection de
GC comprennent les tests de sonde de DNA directs ainsi que les tests d’amplification de
l’acide nucléique (TAAN).
Test Aptima Neisseria gonorrhoeae
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Aptima
Information générale
™
La première génération de TAAN pour GC présentait des problèmes techniques qui en ont
limité la performance. Ces problèmes étaient notamment liés à des difficultés de traitement
des échantillons et à leur inhibition pouvant introduire des résultats faussement négatifs (6).
Le test Aptima pour Neisseria gonorrhoeae (test GC Aptima) est un TAAN de deuxième
génération qui utilise les techniques de capture de cible, d’amplification par transcription
(Transcription-Mediated Amplification, TMA™), ainsi que le test de protection contre
l’hybridation (Hybridization Protection Assay, HPA) pour simplifier le traitement des
échantillons, amplifier le rRNA cible, et détecter l’amplicon. Des études récentes comparant
le rendement et l’inhibition des échantillons de divers systèmes d’amplification ont montré les
avantages des techniques de capture de cible, de TMA et de HPA (4, 7).
Conformément aux directives de dépistage de Chlamydia trachomatis et de Neisseria
gonorrhoeae publiées en 2002, les CDC recommandent un certain nombre d’options de suivi
après un test de dépistage positif « si l’on peut s’attendre à une valeur prédictive positive
faible ou si un résultat faussement positif risque d’entraîner de graves répercussions
psychosociales ou légales » (1). L’une des ces options de tests supplémentaires peut
consister à utiliser un test d’amplification de l’acide nucléique autorisé par la FDA qui
utiliserait une autre cible que celle du test initial. Les tests GC Aptima et Aptima Combo 2™
ciblent chacun la sous-unité 16S du rRNA pour la capture et la détection. La sonde de
capture est similaire dans les deux tests, à cette différence toutefois que le test GC Aptima
reconnaît une région différente de la sous-unité 16S du rRNA pour la détection de celle du
test Aptima Combo 2.
Principes de la procédure
Le test GC Aptima associe les techniques de la capture de cible, de la TMA et du HPA.
Les échantillons sont collectés et transférés dans leurs tubes de transport d’échantillon
respectifs. La solution de transport de ces tubes libère la cible de rRNA et l’empêche de se
dégrader pendant la période de conservation. Lorsque le test GC Aptima est effectué en
laboratoire, la molécule de rRNA cible est isolée des échantillons en utilisant un oligomère
de capture par la méthode dite de « capture de cible » à l’aide de microparticules
magnétiques. L’oligomère de capture contient une séquence complémentaire à une région
précise de la molécule cible, de même qu’une chaîne de résidus de désoxyadénosine. Lors
de l’étape d’hybridation, la région spécifique de la séquence de l’oligomère de capture se
fixe sur une région précise de la molécule cible. Le complexe oligomère de capture/cible est
ensuite capturé hors de la solution par la réduction de la température de la réaction à
température ambiante. Cette réduction de température permet à l’hybridation de se produire
entre la région désoxyadénosine de l’oligomère de capture et les molécules de polydésoxythimidine liées par covalence aux particules magnétiques. Les microparticules, y
compris les molécules cibles capturées auxquelles elles sont liées, sont attirées vers la paroi
du tube de réaction par des aimants, et le surnageant est aspiré. Les particules sont lavées
afin d’éliminer la matrice résiduelle de l’échantillon qui peut contenir des inhibiteurs de la
réaction d’amplification. Une fois les étapes de capture de cible terminées, les échantillons
sont prêts à l’amplification.
Les tests d’amplification de cible reposent sur la capacité des amorces d’oligonucléotides
complémentaires de s’hybrider spécifiquement et de permettre l’amplification enzymatique
des brins de l’acide nucléique cible. La réaction TMA de Hologic réplique une région
spécifique du rRNA 16S de CT via des formes intermédiaires d’e DNA. On utilise un seul jeu
d’amorces pour chaque molécule cible. La détection des séquences du produit de
l’amplification du rRNA (amplicon) s’effectue par l’hybridation de l’acide nucléique. Une
sonde de DNA monocaténaire chimioluminescente, qui est complémentaire à une région de
l’amplicon cible, est marquée à l’aide d’une molécule d’ester d’acridinium. La sonde de DNA
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Aptima
Information générale
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marquée se combine à l’amplicon pour former des hybrides RNA:DNA stables. Le réactif de
sélection différencie la sonde hybridée de celle qui ne l’est pas, éliminant ainsi la génération
de signal par la sonde non hybridée. Lors de l’étape de détection, la lumière émise par les
hybrides RNA:DNA marqués est mesurée en signaux de photons dans un luminomètre et
exprimée en unités relatives de lumière (Relative Light Units, RLU).
Avertissements et précautions
A. Pour diagnostic in vitro.
B. Pour tout avertissement, précaution ou procédure complémentaire concernant le contrôle
de la contamination avec le Tigris DTS System, consulter le Manuel de l’utilisateur du
Tigris DTS System (Tigris DTS System Operator’s Manual).
C. Pour tout avertissement, précaution ou procédure complémentaire concernant le contrôle
de la contamination avec le Panther System, consulter le Manuel de l’utilisateur du
Panther System (Panther System Operator’s Manual).
Recommandations concernant les laboratoires
D. N’utiliser que le matériel de laboratoire jetable fourni ou recommandé.
E. Appliquer les précautions de laboratoire habituelles. Ne pas manger, boire ou fumer dans
les zones de travail signalées. Porter des gants jetables sans poudre, des lunettes de
protection et une blouse de laboratoire pour manipuler les échantillons et les réactifs du
kit. Bien se laver les mains après avoir manipulé les échantillons et les réactifs du kit.
F. Avertissement : Irritant et corrosif. Éviter que la solution Auto Detect 2 entre en
contact avec la peau, les yeux et les muqueuses. En cas de contact de ce liquide avec la
peau ou les yeux, laver la zone touchée à l’eau. En cas de déversement de ce liquide,
diluer le produit répandu à l’eau avant de l’essuyer.
G. Les plans de travail, les pipettes et le matériel utilisé doivent être régulièrement décontaminés
à l’aide d’une solution d’hypochlorite de sodium de 2,5 % à 3,5 % (0,35 M à 0,5 M).
Recommandations spécifiques aux DTS Systems
H. Il est fortement recommandé de réserver un espace de travail spécifique au test HPA
pour minimiser la contamination par l’amplicon lors du test. Cette zone de travail devrait
être éloignée du lieu de préparation du réactif, de capture de cible et d’amplification.
I.
Pour éviter la contamination des différentes zones du laboratoire par l’amplicon, le sens
de travail du laboratoire devrait être unidirectionnel : depuis la préparation des réactifs
vers le test HPA. Les échantillons, le matériel et les réactifs ne doivent pas être ramenés
là où une étape précédente a été effectuée. De même, le personnel ne devrait pas
retourner dans les zones de travail des étapes précédentes sans prendre les précautions
adéquates pour éviter toute contamination.
Recommandations concernant les échantillons
J. Ce test a été évalué à l’aide d’échantillons endocervicaux féminins et urétraux masculins
sur écouvillon, d’échantillons en milieu liquide PreservCyt, d’échantillons vaginaux sur
écouvillon et d’échantillons d’urine féminins et masculins uniquement. Le rendement du
test sur des échantillons autres que ceux spécifiés dans le paragraphe Collecte et
conservation des échantillons n’a pas été évalué.
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Information générale
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K. Les dates de péremption figurant sur les kits de collecte concernent le site de collecte, et
non l’établissement effectuant les tests. Les échantillons collectés avant la date de
péremption du kit de collecte, puis transportés et conservés conformément à la notice du
test, sont valides pour être testés même si la date de péremption du tube de collecte est
dépassée.
L. La solution PreservCyt a été validée comme milieu de remplacement pour les analyses
effectuées avec le test GC Aptima. Les échantillons de frottis en milieu liquide
PreservCyt traités avec le processeur ThinPrep 3000 ou d’autres instruments n’ont pas
été évalués pour la détection de Neisseria gonorrhoeae au moyen du test GC Aptima.
M. Une fois l’urine versée dans le tube de transport d’urine, le niveau de liquide de ce tube
doit se situer entre les deux lignes indicatrices noires sur l’étiquette du tube. Dans le cas
contraire, l’échantillon doit être rejeté.
N. Observer des conditions de conservation adéquates pendant le transport des échantillons
pour préserver leur intégrité. La stabilité des échantillons dans des conditions de
transport autres que celles recommandées n’a pas été évaluée.
O. Les échantillons peuvent être infectieux. Respecter les précautions universelles lors de la
réalisation de ce test. Le responsable du laboratoire devra avoir établi des méthodes de
manipulation et d’élimination des déchets adéquates. Seul le personnel ayant reçu une
formation adéquate pour manipuler des substances infectieuses devrait être autorisé à
effectuer cette procédure de diagnostic.
P. Éviter toute contamination croisée lors des étapes de manipulation des échantillons. Les
échantillons peuvent contenir des taux d’organismes très importants. Veiller à éviter tout
contact entre les différents récipients d’échantillons et à ne pas passer au-dessus d’un
récipient ouvert en jetant le matériel usagé. Changer de gants en cas de contact avec
l’échantillon.
Q. Si le laboratoire reçoit un tube de transport d’échantillons sur écouvillon ne contenant pas
d’écouvillon ou contenant deux écouvillons, un écouvillon de nettoyage ou un écouvillon
non fourni par Hologic, l’échantillon doit être rejeté. Avant de rejeter un tube de transport
d’échantillons ne contenant pas d’écouvillon, vérifier qu’il ne s’agit pas d’un tube de
transfert d’échantillons Aptima étant donné que ce type de tube ne contient pas d’écouvillon.
R. Concernant les échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt, effectuer leur collecte
conformément aux instructions du fabricant. Les aliquotes qui ont été retirées
ultérieurement du flacon PreservCyt pour être analysées au moyen du test GC Aptima
doivent être traitées uniquement au moyen du kit de transfert d’échantillons Aptima.
S. Si le bouchon d’un tube de transport Aptima venait à être perforé, le liquide pourrait
s’écouler sous certaines conditions. Suivre les instructions de la Procédure de test
appropriée afin d’éviter cette situation.
Recommandations concernant les tests
T. Le rendement du test Aptima GC n’a pas été évalué chez les adolescents de moins de
15 ans.
U. Ne pas utiliser ce kit après la date de péremption.
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Information générale
™
V. Ne pas échanger, mélanger ou combiner les réactifs de kits portant différents numéros de
lot. Il est possible d’utiliser les témoins et les solutions provenant de kits Aptima portant
différents numéros de lot.
Recommandations spécifiques aux DTS Systems
W. Des embouts de pipette munis de filtres hydrophobes doivent être utilisés. Au moins
deux pipeteurs à répétition doivent être réservés à une utilisation pour ce test : un
premier pour les étapes de capture de cible et d’amplification et un deuxième pour les
étapes du test HPA. Deux micro-pipeteurs doivent être réservés à une utilisation pour ce
test : un premier pour le transfert des échantillons et un deuxième pour la préparation
des réactifs. Tous les pipeteurs doivent être régulièrement nettoyés conformément aux
instructions indiquées sous Procédure de test à l’aide des DTS Systems, Remarques
concernant la procédure.
X. Si des pipeteurs à répétition sont utilisés pour ajouter des réactifs, ne pas toucher le tube
avec l’embout de la pipette afin d’éviter toute contamination d’un tube à l’autre.
Y. Un mélange adéquat est nécessaire pour obtenir des résultats de test précis. Pour de
plus amples détails, consulter Procédure de test à l’aide des DTS Systems, Remarques
concernant la procédure.
Z. Réserver des bains-marie distincts aux étapes de capture de cible, d’amplification et du
test HPA lors du test.
AA.La reproductibilité du test a été établie en utilisant le milieu de transport des écouvillons
ensemencé avec du rRNA. La reproductibilité lors des tests d’échantillons sur écouvillon
et urinaires contenant l’organisme cible n’a pas été déterminée.
AB.Les cartes de protection doivent être jetées dans le récipient à déchets immédiatement
après avoir été retirées des tubes réactionnels. Des cartes de protection neuves doivent
toujours être utilisées; elles ne doivent jamais être réutilisées d’une étape à l’autre. Les
cartes de protection doivent être fermement apposées sur le dessus de tous les tubes de
réaction.
AC.Certains réactifs de ce kit sont étiquetés avec les symboles de risque et de sécurité.
Remarque : pour obtenir des informations sur les mentions de danger, consultez la
Safety Data Sheet Library (Bibliothèque des fiches techniques de sécurité) à l’adresse
www.hologicsds.com.
Canada Hazard Information
Buffer for Deactivation Fluid
Sodium Hydroxide 1 – 5 %
AVERTISSEMENT
H315 - Provoque une irritation cutanée
H319 - Provoque une sévère irritation des yeux
P264 - Se laver le visage, les mains et toute surface de peau exposée soigneusement après
manipulation
P280 - Porter des gants de protection/des vêtements de protection/un équipement de protection
des yeux/du visage
P305 + P351 + P338 - EN CAS DE CONTACT AVEC LES YEUX : rincer avec précaution à
l’eau pendant plusieurs minutes. Enlever les lentilles de contact si la victime en porte et si elles
peuvent être facilement enlevées. Continuer à rincer
P337 + P313 - Si l’irritation oculaire persiste : consulter un médecin
P302 + P352 - EN CAS DE CONTACT AVEC LA PEAU : laver abondamment à l’eau et au savon
P332 + P313 - En cas d’irritation cutanée : consulter un médecin
P362 - Enlever les vêtements contaminés et les laver avant réutilisation
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Aptima
Information générale
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Aptima Oil
Polydimethylsiloxane 95 - 100 %
AVERTISSEMENT
H315 - Provoque une irritation cutanée
H319 - Provoque une sévère irritation des yeux
P264 - Se laver le visage, les mains et toute surface de peau exposée soigneusement après
manipulation
P280 - Porter des gants de protection/des vêtements de protection/un équipement de protection
des yeux/du visage
P305 + P351 + P338 - EN CAS DE CONTACT AVEC LES YEUX : rincer avec précaution à
l’eau pendant plusieurs minutes. Enlever les lentilles de contact si la victime en porte et si elles
peuvent être facilement enlevées. Continuer à rincer
P337 + P313 - Si l’irritation oculaire persiste : consulter un médecin
P302 + P352 - EN CAS DE CONTACT AVEC LA PEAU : laver abondamment à l’eau et au savon
P332 + P313 - En cas d’irritation cutanée : consulter un médecin
P362 - Enlever les vêtements contaminés et les laver avant réutilisation
Selection Reagent
Boric Acid 1 – 5 %
AVERTISSEMENT
H315 - Provoque une irritation cutanée
H319 - Provoque une sévère irritation des yeux
P264 - Se laver le visage, les mains et toute surface de peau exposée soigneusement après
manipulation
P280 - Porter des gants de protection/des vêtements de protection/un équipement de protection
des yeux/du visage
P305 + P351 + P338 - EN CAS DE CONTACT AVEC LES YEUX : rincer avec précaution à
l’eau pendant plusieurs minutes. Enlever les lentilles de contact si la victime en porte et si elles
peuvent être facilement enlevées. Continuer à rincer
P337 + P313 - Si l’irritation oculaire persiste : consulter un médecin
P302 + P352 - EN CAS DE CONTACT AVEC LA PEAU : laver abondamment à l’eau et au savon
P332 + P313 - En cas d’irritation cutanée : consulter un médecin
P362 - Enlever les vêtements contaminés et les laver avant réutilisation
Conditions de conservation et de manipulation des réactifs
A. Les réactifs suivants sont stables lorsqu’ils sont conservés entre 2 °C et 8 °C (réfrigérés) :
Réactif d’amplification GC Aptima
Réactif enzymatique Aptima
Réactif-sonde GC Aptima
Réactif de capture de cible B Aptima
Témoin positif GC/témoin négatif CT Aptima
Témoin positif CT/témoin négatif GC Aptima
B. Les réactifs suivants sont stables lorsqu’ils sont conservés entre 2 °C et 30 °C :
Solution de reconstitution de l’amplification GC Aptima
Solution de reconstitution enzymatique Aptima
Solution de reconstitution de sonde GC Aptima
Réactif de sélection Aptima
C. Les réactifs suivants sont stables lorsqu’ils sont conservés entre 15 °C et 30 °C
(température ambiante) :
Réactif de capture de cible GC Aptima
Solution de lavage Aptima
Tampon Aptima pour solution de désactivation
Réactif huileux Aptima
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Information générale
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D. La préparation de réactif de capture de cible GC (working Target Capture Reagent,
wTCR GC) est stable pendant 60 jours lorsqu’elle est conservée entre 15 °C et 30 °C. Ne
pas réfrigérer.
E. Une fois reconstitués, le réactif enzymatique, le réactif d’amplification GC et le réactifsonde GC restent stables pendant 60 jours s’ils sont conservés entre 2 °C et 8 °C.
F. Jeter tout réactif reconstitué et wTCR non utilisé au bout de 60 jours ou après la date de
péremption du lot de référence si celle-ci survient avant.
G. Les témoins sont stables jusqu’à la date indiquée sur les flacons.
H. Les réactifs des flacons pour 100 tests chargés dans le Tigris DTS System sont stables
pendant 96 heures une fois chargés.
I.
Si des réactifs sont conservés en restant intégrés au Panther System, leur stabilité
intégrée ne dépassera pas 72 heures.
J. Le réactif-sonde GC et le réactif-sonde GC reconstitué sont photosensibles. Conserver
les réactifs à l’abri de la lumière.
K. Lorsqu’ils parviennent à température ambiante, certains tubes de solution témoin peuvent
être troubles ou contenir des précipités. La turbidité ou la précipitation associée à ces
témoins n’a aucune influence sur leur rendement. Les témoins peuvent être utilisés peu
importe qu’ils soient limpides ou troubles/précipités. Si l’on souhaite travailler avec des
contrôles limpides, il est possible d’accélérer la solubilisation en les incubant aux valeurs
maximales de la plage de température ambiante (15 °C à 30 °C).
L. Ne pas congeler les réactifs.
Collecte et conservation des échantillons
Le test GC Aptima est conçu pour détecter la présence de GC dans les échantillons
endocervicaux, vaginaux et urétraux masculins collectés par un clinicien à l’aide d’un
écouvillon, les échantillons collectés par la patiente à l’aide d’un écouvillon vaginal, les
échantillons d’urine féminins et masculins, et les échantillons de frottis en milieu liquide
PreservCyt. Le rendement du test sur des échantillons autres que ceux collectés à l’aide des
kits de collecte d’échantillons suivants n’a pas été évalué :
• Kit de collecte d’échantillons – écouvillon unisexe Aptima pour échantillons
endocervicaux féminins et urétraux masculins sur écouvillon
• Kit de collecte d’urine Aptima pour échantillons d’urine masculins et féminins
• Kit de prélèvement de spécimen sur écouvillon Aptima Multitest
• Le kit de transfert d’échantillons Aptima (pour les échantillons gynécologiques collectés
dans la solution PreservCyt)
A. Instructions de prélèvement :
Consulter la notice du test correspondant au kit de collecte d’échantillons utilisé pour les
instructions concernant le prélèvement.
Test Aptima Neisseria gonorrhoeae
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Aptima
Information générale
™
B. Transport et conservation des échantillons avant le test :
1. Échantillons sur écouvillon :
a. Une fois l’écouvillon collecté, le transporter et le conserver dans le tube de
transport d’échantillon sur écouvillon entre 2 °C et 30 °C jusqu’à la réalisation du
test. Les échantillons doivent être testés avec le test GC Aptima dans les 60 jours
qui suivent leur collecte. Si une conservation plus longue est nécessaire, congeler
les échantillons urogénitaux dans le tube de transport d'échantillons sur écouvillon
dans les sept jours qui suivent la collecte entre -20 oC et -70 oC, afin de permettre
la réalisation du test jusqu'à 12 mois après la collecte (voir Études de la stabilité
des échantillons).
2. Échantillons d’urine :
a. Maintenir l'échantillon d'urine entre 2 °C et 30 °C après le prélèvement et le
transférer dans le tube de transport d’échantillons d'urine d'Aptima dans les
24 heures qui suivent la collecte. Transporter au laboratoire dans le contenant de
collecte principal ou dans le tube de transport entre 2 °C et 30 °C. Conserver
entre 2 °C et 30 °C et tester les échantillons d'urine traités avec le test GC Aptima
dans les 30 jours qui suivent la collecte.
b. Si une conservation plus longue est nécessaire, congeler les échantillons d’urine
dans le tube de transport d’échantillons d'urine d'Aptima dans les sept jours qui
suivent la collecte entre -20 oC et -70 oC, afin de permettre la réalisation du test
jusqu'à 12 mois après la collecte (voir Études de la stabilité des échantillons).
3. Échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt :
a. Les échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt destinés aux tests GC doivent
être utilisés, en ce qui concerne la cytologie et/ou transférés dans un tube de
transfert d’échantillon Aptima, dans les 30 jours qui suivent leur collecte lorsqu’ils
sont conservés entre 2 °C et 30 °C (voir Études de la stabilité des échantillons).
b. Si la procédure de retrait d’une aliquote ThinPrep est utilisée, se référer au Manuel
de l’utilisateur du processeur ThinPrep 2000 ou ThinPrep 3000 - Addendum
(ThinPrep 2000 ou ThinPrep 3000 Processor Operator’s Manual - Addendum)
pour obtenir des renseignements sur la procédure de retrait d’ une aliquote.
Transférer 1 mL de l’aliquote collectée dans un tube de transfert d’échantillon
Aptima conformément à la notice du kit de transfert d’échantillons Aptima.
c. Si l'échantillon est analysé après un traitement à l'aide du processeur
ThinPrep 2000, traitez l'échantillon de frottis en milieu liquide PreservCyt
conformément au Manuel de l’utilisateur du processeur ThinPrep 2000 et à la
notice du kit de transfert d’échantillons Aptima. Transférer 1 mL du liquide restant
dans le flacon de solution PreservCyt dans un tube de transfert d’échantillon
Aptima conformément à la notice de test du kit de transfert d’échantillons Aptima.
d. Une fois l’échantillon de frottis en milieu liquide PreservCyt transféré dans le tube
de transfert d’échantillon Aptima, il doit être testé avec le test GC Aptima dans les
30 jours s’il est conservé entre 2 °C et 8 °C ou 14 jours s’il est conservé entre
15 °C et 30 °C. Si une conservation plus longue est nécessaire, congeler
l'échantillon dans les 7 jours suivant son transfert dans le tube de transfert
d'échantillons d'Aptima entre -20 °C et -70 °C, afin de permettre la réalisation du
test jusqu'à 12 mois après le transfert (voir Études de la stabilité des échantillons).
C. Conservation des échantillons après les tests :
1. Les échantillons qui ont été testés doivent être rangés dans un portoir en position
verticale.
Test Aptima Neisseria gonorrhoeae
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502486FC Rev. 005
Aptima
Information générale
™
2. Les tubes de transport d’échantillons doivent être recouverts d’une nouvelle pellicule
de film plastique ou d’aluminium propre.
3. Si certains des échantillons testés doivent être congelés ou envoyés, retirer les
bouchons pénétrables et placer de nouveaux bouchons non pénétrables sur les tubes
de transport d’échantillons. Si les échantillons doivent être expédiés dans un autre
établissement pour y être testés, les températures recommandées doivent être
maintenues. Avant de déboucher et de reboucher des échantillons qui ont déjà été
testés, les tubes de transport d’échantillons doivent être centrifugés pendant 5 minutes
à 420 FCR (force centrifuge relative) pour faire descendre tout le liquide au fond du
tube. Éviter les projections et la contamination croisée.
Remarque : Les échantillons doivent être envoyés conformément aux réglementations
nationales et internationales applicables relatives au transport.
Test Aptima Neisseria gonorrhoeae
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502486FC Rev. 005
Aptima
DTS Systems
™
DTS Systems
Les réactifs du test GC Aptima sont énumérés ci-dessous pour les DTS Systems. Les
symboles d’identification des réactifs sont également indiqués à côté du nom du réactif.
Réactifs et matériel fournis
Kit de test Aptima pour Neisseria gonorrhoeae, 100 tests (2 boîtes) (Nº de cat. 301091)
Test Aptima pour Neisseria gonorrhoeae Boîte réfrigérée (Boîte 1 de 2)
(conserver entre 2 °C et 8 °C dès réception)
Symbole
Composant
Quantité
A
Réactif d’amplification GC Aptima
Acides nucléiques déshydratés non infectieux dans une solution
tamponnée contenant < 5 % de diluant.
1 flacon
E
Réactif enzymatique Aptima
Transcriptase inverse et RNA polymérase déshydratées dans une
solution tamponnée de HEPES contenant < 10 % de diluant.
1 flacon
P
Réactif-sonde GC Aptima
Sondes de DNA chimioluminescentes non infectieuses
déshydratées dans une solution tamponnée de succinate
contenant < 5 % de détergent.
1 flacon
TCR-B
Réactif de capture de cible B Aptima
Acide nucléique non infectieux dans une solution tamponnée
contenant < 5 % de détergent.
1 x 0,35 mL
PGC/NCT
Témoin positif GC/témoin négatif CT Aptima
Acide nucléique GC non infectieux dans une solution tamponnée
contenant < 5 % de détergent. Chaque échantillon de 400 µL
contient une concentration de rRNA estimée équivalente à 50 cellules
de GC (250 fg/test*).
3 x 1,7 mL
PCT/NGC
Témoin positif CT/témoin négatif GC Aptima
Acide nucléique CT non infectieux dans une solution tamponnée
contenant < 5 % de détergent. Chaque échantillon de 400 µL contient
une concentration de rRNA estimée équivalente à 1 IFU (unité de
formation des inclusions) de CT (5 fg/test*).
3 x 1,7 mL
* Les concentrations de rRNA équivalentes ont été calculées d’après la taille du génome et le ratio estimé DNA:RNA/cellule de
chaque organisme.
La boîte réfrigérée comprend également les articles suivants (plateau de stockage) :
(à conserver entre 2 °C et 30 °C dès la réception)
Symbole
Composant
Quantité
AR
Solution de reconstitution de l’amplification GC Aptima
Solution aqueuse contenant des conservateurs.
1 x 9,3 mL
ER
Solution de reconstitution enzymatique Aptima
Solution tamponnée de HEPES contenant un surfactant et du
glycérol.
1 x 3,3 mL
PR
Solution de reconstitution de sonde GC Aptima
Solution tamponnée de succinate contenant < 5 % de détergent.
1 x 12,4 mL
Test Aptima Neisseria gonorrhoeae
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502486FC Rev. 005
Aptima
DTS Systems
™
La boîte réfrigérée comprend également les articles suivants (plateau de stockage) : (suite)
(à conserver entre 2 °C et 30 °C dès la réception)
Symbole
S
Composant
Quantité
Réactif de sélection Aptima
Solution tamponnée de borate à 600 mM contenant un surfactant.
1 x 31 mL
Collets de reconstitution
3
Cartes de protection
1 paquet
Test Aptima pour Neisseria gonorrhoeae Boîte à température ambiante (Boîte 2 de 2)
(à conserver entre 15 °C et 30 °C dès la réception)
Symbole
Composant
Quantité
Réactif de capture de cible GC Aptima
Solution saline tamponnée contenant des oligomères de capture
en phase solide.
1 x 22 mL
W
Solution de lavage Aptima
Solution tamponnée de HEPES à 10 mM contenant < 2 % de
détergent.
1 x 402 mL
DF
Tampon Aptima pour solution de désactivation
Solution tamponnée de bicarbonate à 800 mM.
1 x 402 mL
O
Réactif huileux Aptima
Huile de silicone.
1 x 24,6 mL
TCR
Matériel requis mais vendu séparément
Remarque : Les références du matériel vendu par Hologic sont indiquées, sauf indication contraire.
Nº de référence
Luminomètre Leader™ HC+
104747-01
Système de capture de cible (Target Capture System, TCS) Hologic 104555
Incubateurs et vortexeurs :
OU
2 vortexeurs multi-tubes
3 bains-marie circulateurst
(62 °C ± 1 °C, 42 °C ± 1 °C, 62 °C ± 1 °C)
3 séparateurs pour bain-marie
102160G
104586
104627
2 bains à chaleur sèche/vortexeurs SB100™
105524
Des bains SB100 supplémentaires peuvent être nécessaires si le volume de
tests augmente
Kit Auto Detect Aptima
301048
2 pipeteurs à répétition Repeater eppendorf
MME-02362
2 pipeteurs, 1 000 µL RAININ PR1000
901715
Pipeteur eppendorf 20 µL to 200 µL
105726
Embouts pour pipeteur à répétition, 2,5 mL
21-381-329 (Fisher)
Embouts pour pipeteur à répétition, 5,0 mL
21-381-330 (Fisher)
Test Aptima Neisseria gonorrhoeae
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Aptima
DTS Systems
™
Nº de référence
Embouts pour pipeteur à répétition, 25,0 mL
21-381-115 (Fisher)
Embouts, style P1000
105049
embout de diamètre spécial vendu uniquement par Hologic
Embouts de pipette de 20 µL à 200 µL
705512 (Fisher)
Unités de dix tubes (Ten Tube Units, TTU)
TU0022
Cassette de dix embouts (Ten Tip Cassettes, TTC)
104578
Kit de collecte d’échantillons – écouvillon unisexe Aptima pour
échantillons endocervicaux féminins et urétraux masculins sur
écouvillon
301041
Kit de collecte d’échantillons d’urine Aptima pour échantillons
d’urine masculins et féminins
301040
Tubes de transport d’échantillons d’urine Aptima pour échantillons
d’urine masculins et féminins
105575
Kit de prélèvement de spécimen sur écouvillon Aptima Multitest
PRD-03546
Kit de transfert d’échantillons Aptima
301154C
Kit de transfert d’échantillons Aptima — Imprimable
PRD-05110
Solution étalon SysCheck
301078
Eau de Javel, solution d’hypochlorite de sodium dosée de 5 % à
7 % (0,7 M à 1,0 M)
—
Récipients standard pour la collecte d’urine, sans conservateurs
—
Récipient en plastique à grand couvercle
—
Bouchons pénétrables Aptima
105668
Bouchons non pénétrables de remplacement
103036A
Matériel optionnel
Nº de référence
Kit de témoins Aptima
301110
Solutions Aptima
302002C
Solution de lavage Aptima, tampon Aptima pour solution de désactivation et
réactif huileux Aptima
Rehausseur d’eau de Javel Hologic pour le nettoyage
302101
pour le nettoyage courant des surfaces et des appareils
Panel de références d’ITS
102325
Embouts, 1 000 µL, conducteurs, détecteurs de liquide
10612513 (Tecan)
TECAN Freedom EVO 100/4
900932
Platine Aptima Combo 2 pour DTS Systems 800 Platine
105200G
Réservoir à réactif (quart de module de 40 mL)
104765
Réservoir à réactif divisé en deux (quart de module de 19 mL x 2) 104763
Test Aptima Neisseria gonorrhoeae
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502486FC Rev. 005
Aptima
DTS Systems
™
Procédure de test à l’aide des DTS Systems
A. Préparation du matériel
1. Préparer un premier bain-marie à 62 °C ± 1 °C (pour la capture de cible et l’hybridation
des amorces), un deuxième bain-marie à 42 °C ± 1 °C (pour l’amplification) et un
troisième à 62 °C ± 1 °C (pour le test HPA). Si le bain à chaleur sèche/vortexeur
SB100 (SB100 Dry Heat Bath/Vortexer) est utilisé, consulter la fiche d’application du
bain à chaleur sèche/vortexeur SB100 (fiche d’application SB100).
2. Avant d’entreprendre le test, nettoyer les plans de travail et les pipeteurs à l’aide
d’une solution d’hypochlorite de sodium dosée de 2,5 % à 3,5 % (0,35 M à 0,5 M).
Laisser la solution d’hypochlorite de sodium au contact des surfaces pendant au
moins 1 minute, puis rincer à l’eau. Ne pas laisser sécher la solution d’hypochlorite
de sodium. Couvrir la surface de la paillasse sur laquelle le test sera effectué à l’aide
de protections de paillasse de laboratoire absorbantes avec envers plastifié.
3. Placer un nombre suffisant de cassettes de dix embouts dans le système de capture
de cible (Target Capture System, TCS). Vérifier que la bouteille de solution de lavage
du TCS est remplie de solution de lavage Aptima et que la rampe d’aspiration est
branchée sur la pompe à vide. (Se référer au Manuel de l’utilisateur du système de
capture de cible [Target Capture System Operator’s Manual].)
B. Reconstitution des réactifs
La reconstitution des réactifs doit être effectuée avant d’entreprendre le transfert des
échantillons.
1. Afin de reconstituer le réactif d’amplification GC, le réactif enzymatique GC et le
réactif-sonde GC, mélanger la solution de reconstitution aux bouteilles de réactif
lyophilisé. Si les solutions de reconstitution sont réfrigérées, laisser leur température
s’équilibrer à température ambiante avant de les utiliser.
a. Mettre la solution de reconstitution appropriée avec le réactif lyophilisé. Les
étiquettes ont différents codes de couleur afin de pouvoir les associer correctement.
b. Ouvrir le flacon de réactif lyophilisé et insérer fermement l’extrémité du collet de
reconstitution présentant une encoche dans l’ouverture du flacon (Figure 1, étape 1).
c. Ouvrir la bouteille de solution de reconstitution correspondante et poser le
bouchon sur une surface de travail propre et couverte.
d. Tout en tenant la bouteille de solution de reconstitution au-dessus de la paillasse,
insérer fermement l’autre extrémité du collet de reconstitution dans l’ouverture de
la bouteille (Figure 1, étape 2).
e. Inverser lentement l’assemblage bouteille/flacon. Laisser la solution s’écouler
depuis la bouteille dans le flacon (Figure 1, étape 3).
f.
Faire tournoyer délicatement la solution dans le flacon pour la mélanger. Éviter de
faire de la mousse pendant cette manipulation (Figure 1, étape 4).
g. Attendre que le réactif lyophilisé se dissolve, puis retourner à nouveau l’assemblage
bouteille/flacon en l’inclinant à un angle de 45° pour minimiser la formation de
mousse (Figure 1, étape 5). Laisser tout le liquide s’écouler dans la bouteille.
h. Retirer le collet de reconstitution de la bouteille (Figure 1, étape 6).
i.
Reboucher la bouteille. Noter les initiales de l’utilisateur et la date de
reconstitution sur l’étiquette (Figure 1, étape 7).
j.
Jeter le collet de reconstitution et le flacon (Figure 1, étape 8).
Test Aptima Neisseria gonorrhoeae
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Aptima
DTS Systems
™
Figure 1. Processus de reconstitution pour les DTS Systems
2. Le réactif-sonde GC, le réactif d’amplification GC et le réactif enzymatique
précédemment reconstitués doivent parvenir à température ambiante (15 °C à 30 °C)
avant d’entreprendre un test. Si le réactif-sonde contient un précipité qui ne se
dissout pas à température ambiante, chauffer la solution à 62 °C pendant 1 à
2 minutes. Après cette étape de chauffage, le réactif-sonde peut être utilisé même s’il
reste un précipité résiduel. Après la remise en suspension, mélanger doucement par
retournement en veillant à ne pas former de mousse.
Remarque : Ces retournements devront être effectués chaque fois qu’un précipité se
forme dans la solution, que ce soit par chauffage à 62 °C ou par réchauffement à
température ambiante.
3. Préparation de la solution de réactif de capture de cible GC (working Target Capture
Reagent, wTCR GC)
a. Transférer 20 mL de TCR GC dans un récipient propre et sec de la taille
appropriée et réservé à cet effet.
b. À l’aide d’un micro-pipeteur, ajouter 200 µL de TCR-B dans le TCR GC.
c. Faire tournoyer la solution pour bien la mélanger.
d. Mettre une étiquette sur ce récipient. Noter les initiales de l’utilisateur, la date de
préparation et les deux numéros de lot.
Remarque : Pour un petit nombre de réactions (échantillons et contrôles), utiliser la
formule suivante pour calculer les volumes de TCR GC et TCR-B :
Volume du TCR (mL) = (nombre de réactions + 5 réactions supplémentaires) x 0,1 mL
Volume du TCR-B (mL) = Volume du TCR (mL) / 100
C. Capture de cible
Le pipeteur à répétition utilisé pour la capture de cible et l’amplification doit être réservé
à ces étapes uniquement. Voir Avertissements et précautions pour des renseignements
supplémentaires.
Installation des portoirs
1. Laisser les témoins ainsi que les échantillons parvenir à température ambiante avant
toute procédure.
2. Ne pas vortexer les échantillons.
Test Aptima Neisseria gonorrhoeae
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3. Confirmer visuellement que chaque tube à échantillon répond à un des critères suivants :
a. Présence d’un seul écouvillon de collecte Aptima bleu dans un tube de transport
d’échantillons sur écouvillon unisexe.
b. Présence d’un seul écouvillon de collecte Aptima rose dans un tube de transport
d’échantillons sur écouvillon multitest ou vaginal.
c. Volume final d’urine situé entre les lignes de remplissage noires d’un tube de
transport d’échantillons d’urine.
d. Absence d’un écouvillon dans le tube de transport d’échantillons Aptima pour les
échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt.
4. Vérifier les tubes de transport avant de les perforer :
a. Si un tube de transport contient des bulles dans l’espace situé entre le liquide et le
bouchon, centrifuger le tube pendant 5 minutes à 420 FCR pour éliminer les bulles.
b. Si le tube de transport présente un volume inférieur à celui généralement obtenu
et que les instructions de collecte ont été respectées, centrifuger le tube pendant
5 minutes à 420 FCR pour s’assurer qu’il ne reste pas de liquide dans le bouchon.
c. Si le niveau de liquide dans un tube de transport d’urine ne se situe pas entre les
deux lignes indicatrices noires, l’échantillon doit être rejeté. Ne pas perforer un
tube trop rempli.
d. Si un échantillon d’urine contient un précipité, chauffer l’échantillon à 37 °C
pendant 5 minutes maximum. Si le précipité ne se dissout pas, vérifier
visuellement qu’il ne nuit pas à l’obtention de l’échantillon.
Remarque : Le non-respect des étapes 4a à c peut entraîner l’écoulement de liquide par
le bouchon du tube d’échantillon.
5. Si des échantillons munis de bouchons standard (non pénétrables) sont testés, ils
doivent être centrifugés pendant 5 minutes à 420 FCR (force centrifuge relative) pour
que tout le liquide s’écoule au fond du tube avant de le déboucher. Éviter les
projections et la contamination croisée.
6. Placer un nombre suffisant d’unités de dix tubes (Ten Tube Unit, TTU) pour les
témoins et les échantillons dans le portoir pour unités de dix tubes (TTU).
7. Si l’on désire établir une liste de travail, en créer une à ce moment-là. Pour créer une
liste de travail, consulter le Manuel de l’utilisateur du logiciel de test Aptima (Aptima
Assay Software Operator’s Manual).
8. Mélanger à fond la solution wTCR GC. À l’aide du pipeteur à répétition, ajouter
100 µL dans chaque tube de réaction.
9. Le premier tube réactionnel doit contenir le contrôle négatif, et le second le
contrôle positif.
a. L’étiquette du contrôle négatif du test GC Aptima est rose. Le texte de l’étiquette
désigne le contrôle négatif comme suit : « CONTROL + CT PCT / CONTROL –
GC NGC ». L’étiquette du contrôle positif du test GC Aptima est bleu-vert. Le
texte de l’étiquette désigne le contrôle positif comme suit : « CONTROL + GC
PGC / CONTROL– CT NCT ».
b. Tenir le tube de contrôle négatif (tube avec étiquette rose) d’une main ou le
laisser dans un portoir. À l’aide d’un micro-pipeteur, perforer le bouchon en
veillant à ne pas enfoncer l’embout au fond du tube. Ajouter 400 µL de contrôle
négatif (tube avec étiquette rose) au premier tube réactionnel. En procédant de la
même manière et à l’aide d’un nouvel embout de pipette, ajouter 400 µL de
contrôle positif (tube avec étiquette bleu-vert) au second tube réactionnel.
Test Aptima Neisseria gonorrhoeae
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10. Continuer la préparation du portoir en ajoutant 400 µL de chaque échantillon dans les
tubes de réaction restants. Utiliser un nouvel embout de pipette pour chaque échantillon
et chaque témoin. Le volume d’échantillon ou de contrôle pouvant être ajouté à un tube
réactionnel est de 400 µL ± 100 µL. Voir Remarques concernant la procédure, Pipetage
des témoins et des échantillons pour des renseignements supplémentaires.
Capture de cible
L’utilisation du système de capture de cible (Target Capture System) Hologic est décrite
dans le Manuel de l’utilisateur du système de capture de cible (Target Capture System
Operator’s Manual). Si le bain à chaleur sèche/vortexeur SB100 (SB100 Dry Heat Bath/
Vortexer) est utilisé, consulter la fiche d’application du SB100.
11. Couvrir les TTU de cartes de protection et agiter délicatement le portoir
manuellement. Ne pas vortexer. Incuber le portoir à 62 °C ± 1 °C dans un bain-marie
pendant 30 ± 5 minutes.
12. Retirer le portoir du bain-marie et sécher le fond des tubes sur un matériau absorbant.
13. Vérifier que les cartes de protection sont fermement positionnées. Au besoin, les
remplacer par de nouvelles cartes de protection et fermer hermétiquement les TTU.
14. Vortexer le portoir pendant 60 secondes sur le vortexeur multi-tubes. Consulter
Remarques concernant la procédure, Agitation au vortex pour de plus amples détails.
Le portoir doit être vortexé dans les 2 minutes qui suivent son retrait du bain-marie.
15. Sans retirer les cartes de protection, incuber le portoir à température ambiante
pendant 30 ± 5 minutes.
16. Placer le portoir sur la base magnétique du TCS pendant 5 à 10 minutes.
17. Amorcer la conduite de la pompe du poste de distribution en pompant la solution de
lavage Aptima dans la rampe de distribution. Pomper une quantité suffisante de
liquide dans le système afin qu’il ne reste aucune bulle d’air dans la tubulure et que
les dix têtes distribuent un flux régulier de liquide.
18. Mettre la pompe à vide en marche et débrancher la rampe d’aspiration du premier
connecteur situé entre la rampe d’aspiration et le flacon piège. S’assurer que la jauge
de vide satisfait les spécifications du test de fuite.2 L’obtention de ce chiffre peut
prendre 15 secondes. Rebrancher la rampe d’aspiration et vérifier que la jauge de
dépression soit conforme à la spécification du niveau de dépression. Ne pas éteindre
la pompe à vide avant que toutes les étapes de la capture de cible soient terminées
et que la tubulure de la rampe d’aspiration soit sèche.
19. Fixer fermement la rampe d’aspiration au premier jeu d’embouts. Aspirer tout le liquide
en abaissant les embouts dans la première TTU jusqu’à ce qu’ils touchent brièvement
le fond des tubes. Ne pas maintenir les embouts en contact avec le fond des tubes.
20. Une fois l’aspiration terminée, éjecter les embouts dans leur TTC d’origine.
Recommencer les étapes d’aspiration pour les TTU restantes en utilisant un embout
dédié par échantillon.
21. Placer la rampe de distribution sur chaque TTU et, à l’aide de la pompe du poste de
distribution, verser 1,0 mL de solution de lavage Aptima dans chacun des tubes de la
TTU.
22. Couvrir les tubes d’une carte de protection et retirer le portoir de la base magnétique
du TCS. Vortexer le portoir une fois sur le vortexeur multi-tubes. Consulter
Remarques concernant la procédure, Agitation au vortex pour de plus amples détails.
23. Placer le portoir sur la base magnétique du TCS pendant 5 à 10 minutes.
2 Consulter la Fiche des spécifications de dépression du système de capture située au verso du
Manuel de l’utilisateur du système de capture de cible (Target Capture System Operator’s Manual) ou
communiquer avec le Service technique.
Test Aptima Neisseria gonorrhoeae
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Aptima
DTS Systems
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24. Aspirer tout le liquide comme aux Étapes 19 et 20.
25. Après l’aspiration finale, retirer le portoir de la base magnétique du TCS et inspecter
visuellement les tubes pour vérifier que le liquide a été totalement aspiré et que tous
les tubes contiennent des culots de billes magnétiques. S’il reste visiblement du
liquide, remettre le portoir sur la base magnétique du TCS pendant 2 minutes et
refaire l’aspiration pour cette TTU en prenant les mêmes embouts que ceux utilisés
précédemment avec chaque échantillon.
Remarque : Si un culot de particules magnétiques est visible une fois l’aspiration
terminée, le tube peut être accepté. Si aucun culot n’est visible, l’échantillon doit être
testé à nouveau. Si le même échantillon ne contient pas de culot de particules
magnétiques à cette étape lors d’une série ultérieure, cela peut indiquer un problème lié
à l’échantillon. Il est alors recommandé d’effectuer une nouvelle collecte de l’échantillon.
D. Amplification
Si le bain à chaleur sèche/vortexeur SB100 (SB100 Dry Heat Bath/Vortexer) est utilisé,
consulter la fiche d’application du SB100.
1. À l’aide du pipeteur à répétition, ajouter 75 µL du réactif d’amplification GC reconstitué
dans chaque tube réactionnel. Tous les mélanges réactionnels du portoir devraient
maintenant avoir une teinte rouge.
2. À l’aide du pipeteur à répétition, ajouter 200 µL de réactif huileux dans chaque tube
de réaction.
3. Couvrir les tubes d’une carte de protection et les vortexer sur le vortexeur multi-tubes.
4. Incuber le portoir dans un bain-marie à 62 °C ± 1 °C pendant 10 ± 5 minutes.
5. Transférer le portoir dans un bain-marie à 42 °C ± 1 °C et incuber pendant 5 ± 2 minutes.
6. Une fois le portoir dans le bain-marie, retirer soigneusement la carte de protection et,
à l’aide du pipeteur à répétition, ajouter 25 µL du réactif enzymatique reconstitué
dans chaque tube de réaction. Tous les mélanges réactionnels devraient maintenant
avoir une teinte orange.
7. Couvrir immédiatement les tubes d’une nouvelle carte de protection, retirer le portoir
du bain-marie et mélanger les tubes de réaction en agitant délicatement le portoir
manuellement.
8. Incuber le portoir dans un bain-marie à 42 °C ± 1 °C pendant 60 ± 15 minutes.
E. Test de protection contre l’hybridation (Hybridization Protection Assay, HPA)
Si le bain à chaleur sèche/vortexeur SB100 (SB100 Dry Heat Bath/Vortexer) est utilisé,
consulter la fiche d’application du SB100.
Le pipeteur à répétition utilisé pour l’hybridation et la sélection doit être réservé à ces
étapes uniquement. Voir Avertissements et précautions.
1. Hybridation
a. Retirer le portoir du bain-marie et le transférer dans la zone de test HPA. À l’aide
du pipeteur à répétition, ajouter 100 µL du réactif-sonde GC reconstitué dans
chaque tube réactionnel. Tous les mélanges réactionnels devraient maintenant
avoir une teinte jaune.
b. Couvrir les tubes d’une carte de protection et vortexer le portoir sur le vortexeur
multi-tubes.
c. Incuber le portoir dans un bain-marie à 62 °C ± 1 °C pendant 20 ± 5 minutes.
d. Retirer le portoir du bain-marie et laisser incuber à température ambiante pendant
5 ± 1 minutes.
Test Aptima Neisseria gonorrhoeae
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Aptima
DTS Systems
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2. Sélection
a. À l’aide du pipeteur à répétition, ajouter 250 µL de réactif de sélection dans
chaque tube réactionnel. Tous les mélanges réactionnels devraient maintenant
avoir une teinte rouge.
b. Couvrir les tubes d’une carte de protection, vortexer pendant 10 secondes ou
jusqu’à l’obtention d’une teinte uniforme, et incuber le portoir dans un bain-marie
à 62 °C ± 1 °C pendant 10 ± 1 minutes.
c. Retirer le portoir du bain-marie.
3. Détection
La détection doit être effectuée entre 18 °C et 28 °C.
a. Incuber le portoir entre 18 °C et 28 °C pendant 15 ± 3 minutes.
Remarque : Cette plage de température est indispensable pour le rendement du test.
b. Pour utiliser le luminomètre Leader HC+ et le logiciel de test Aptima, consulter le
Manuel de l’utilisateur du luminomètre Leader HC+ (Leader HC+ Luminometer
Operator’s Manual) ainsi que le Manuel de l’utilisateur du logiciel de test Aptima
(Aptima Assay Software Operator’s Manual).
c. Vérifier que les volumes d’Auto Detect 1 et d’Auto Detect 2 sont suffisants pour
procéder aux tests.
d. Préparer le luminomètre Leader HC+ en plaçant une TTU vide dans la position de
cassette numéro 1 et effectuer le protocole Wash (lavage).
e. Charger les TTU dans le luminomètre.
f.
Se connecter à l’ordinateur. Cliquer sur New Run (nouvelle série), choisir Aptima
GC Assay Protocol (protocole de test GC Aptima) et entrer le nombre de tubes
(contrôles et échantillons). Cliquer sur Next (suivant) pour commencer la série.
Remarque : La série doit être complétée dans les 2 heures qui suivent la fin de
l’incubation de l’étape de sélection.
g. Préparer une solution de désactivation en mélangeant un volume équivalent
d’hypochlorite de sodium dosé de 5 % à 7 % (0,7 M à 1,0 M) et de tampon
Aptima pour solution de désactivation dans un récipient en plastique à grand
couvercle. Mettre une étiquette et inscrire la date de péremption sur le récipient
en plastique. La solution de désactivation est stable pendant 4 semaines à
température ambiante. Jeter la solution de désactivation une fois les 4 semaines
écoulées ou après avoir désactivé 100 échantillons traités (si cela survient avant).
h. Après avoir retiré les TTU utilisées du luminomètre, les placer dans le récipient de
solution de désactivation. Laisser les TTU dans le récipient pendant 15 minutes
avant de les jeter. Le responsable du laboratoire devra avoir établi des méthodes
de manipulation et d’élimination des déchets adéquates.
Test Aptima Neisseria gonorrhoeae
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502486FC Rev. 005
Aptima
DTS Systems
™
Remarques concernant la procédure
A. Témoins
Pour fonctionner correctement avec le logiciel de test Aptima, le contrôle négatif pour
GC, qui porte l’étiquette « CONTROL + CT PCT / CONTROL – GC NGC », doit se
trouver à la première position de la première unité TTU. Le contrôle positif pour GC, qui
porte l’étiquette « CONTROL + GC PGC / CONTROL – CT NCT », doit se trouver à la
seconde position de la première unité TTU. S’ils sont placés dans la mauvaise position,
la série échouera. Tout témoin supplémentaire doit être entré en tant qu’échantillon de
patient et l’utilisateur doit veiller à ce qu’il soit acceptable. Le contrôle positif pour CT sert
de contrôle négatif au test GC Aptima.
B. Pipetage des témoins et des échantillons
Le volume de contrôle ou d’échantillon ajouté au tube réactionnel doit être de 400 µL ± 100 µL.
Il est recommandé d’inspecter visuellement le volume pipeté dans le tube de réaction
pour veiller à ce que le volume transféré soit adéquat. Le volume de témoin ou
d’échantillon doit être adéquat pour obtenir des résultats précis. Si le volume pipeté n’est
pas suffisant, pipeter à nouveau le wTCR GC ainsi que le contrôle ou l’échantillon dans
un nouveau tube réactionnel.
C. Réactifs
La solution de reconstitution de sonde peut précipiter pendant la conservation. Si tel est
le cas, chauffer la solution de reconstitution de sonde à 62 °C pendant 1 à 2 minutes.
Après cette étape, la solution de reconstitution de sonde peut être utilisée, même s’il
reste un précipité résiduel. Après la remise en suspension, mélanger délicatement le
flacon par retournement en veillant à ne pas former de mousse.
D. Température
1. Les étapes de capture de cible, d’amplification, d’hybridation et de sélection
dépendent de la température. Il est donc impératif que les bains-marie soient
maintenus dans des plages de température précises.
2. La température ambiante est définie comme se situant entre 15 °C et 30 °C.
3. Les étapes de détection du test doivent être effectuées entre 18 °C et 28 °C.
E. Durée
Les réactions de capture de cible, d’amplification, d’hybridation et de sélection sont
toutes fonction du temps écoulé. Respecter les durées indiquées dans la Procédure de
test à l’aide des DTS Systems.
F. Agitation au vortex
La qualité de l’agitation au vortex est importante pour assurer la bonne performance du
test GC Aptima. Si l’agitation au vortex est effectuée de manière adéquate, la suspension
tourne à une vitesse capable de faire monter la solution dans la moitié supérieure du
tube. Cette manipulation (agitation au vortex) est maintenue pendant une durée précise.
Pour vortexer des réactions, régler la vitesse du vortexeur multi-tubes sur le réglage le
plus bas, fixer solidement le portoir en place et mettre le vortexeur en marche.
Augmenter lentement la vitesse jusqu’à ce que le liquide atteigne la moitié supérieure du
tube. Vortexer pendant 10 secondes, la durée recommandée, ou jusqu’à l’obtention d’une
teinte uniforme. Ensuite, tourner la vitesse sur le réglage le plus bas avant d’éteindre le
vortexeur multi-tubes et de retirer le portoir. Les mélanges réactionnels ne doivent jamais
toucher les cartes de protection.
Test Aptima Neisseria gonorrhoeae
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502486FC Rev. 005
Aptima
DTS Systems
™
G. Bains-marie
1. Le niveau d’eau des bains-marie doit avoir une profondeur de 3,8 cm à 5 cm (1,5 po à
2,0 po), mesurée depuis le plateau de support métallique (fond du bain-marie) jusqu’à la
surface de l’eau. Cette précaution permettra d’assurer un transfert de chaleur adéquat.
2. Pour éviter toute contamination croisée, les bains-marie doivent être réservés à une
étape précise du test.
H. Décontamination
1. Surfaces et pipeteurs
Les surfaces des paillasses de laboratoire et les pipeteurs doivent être décontaminés
régulièrement à l’aide d’une solution d’hypochlorite de sodium dosée de 2,5 % à 3,5 %
(0,35 M à 0,5 M). Laisser la solution d’hypochlorite de sodium au contact des surfaces
pendant au moins 1 minute, puis rincer à l’eau. Ne pas laisser sécher la solution
d’hypochlorite de sodium. Les solutions à base de chlore peuvent piquer le métal et le
matériel. Rincer soigneusement le matériel à l’eau pour éviter toute piqûre de corrosion.
2. Rampe d’aspiration du TCS
a. Placer une nouvelle TTC dans le portoir de TTC. Mettre la pompe à vide en marche.
Fixer la rampe d’aspiration aux embouts de la TTC. Aspirer toute la solution de
lavage restant dans la cuve d’amorçage du poste de distribution de solution de
lavage. (Placer la rampe de distribution de façon à ce qu’elle ne gêne pas.)
b. Verser au moins 100 mL de solution d’hypochlorite de sodium dosée de 0,5 % à 0,7 %
(0,07 M à 0,1 M) ou, si vous le préférez, dosée de 2,5 % à 3,5 % (0,35 M à 0,5 M)
dans la cuve d’amorçage. Aspirer toute la solution au moyen de la rampe d’aspiration.
c. Verser au moins 100 mL d’eau désionisée dans la cuve d’amorçage. Aspirer toute
l’eau au moyen de la rampe d’aspiration.
d. Éjecter les embouts dans leur TTC d’origine.
e. Laisser fonctionner la pompe d’aspiration jusqu’à ce que la tubulure de la rampe
soit sèche pour éviter tout refoulement.
f.
Décontaminer les surfaces de la rampe d’aspiration de la façon décrite sous
Appareil TCS.
3. Récipient à déchets du TCS
Retirer le flacon à déchets du système de capture de cible (Target Capture System) une
fois par semaine ou lorsqu’il est rempli à 25 %.
a. Éteindre la pompe à vide et laisser sa pression s’équilibrer.
b. Débrancher les raccords à déconnexion rapide entre le flacon à déchets et le
flacon de trop-plein, ainsi que le flacon à déchets et la rampe d’aspiration.
c. Retirer le flacon à déchets du boîtier de piège à vide.
d. Retirer le bouchon et ajouter avec précaution 400 mL de solution d’hypochlorite
de sodium dosée de 5 % à 7 % (0,7 M à 1,0 M) dans le flacon (ou 1 L si un flacon
à déchets de 10 L est utilisé).
Remarque : Cette manipulation peut être effectuée sous une hotte pour éviter de
libérer des émanations dans le laboratoire.
e. Reboucher le flacon à déchets et faire tournoyer délicatement le contenu jusqu’à
l’obtention d’un mélange homogène.
Test Aptima Neisseria gonorrhoeae
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Aptima
DTS Systems
f.
™
Laisser le flacon à déchets reposer pendant 15 minutes, puis jeter le contenu
(déchets).
g. Rincer le flacon à déchets à l’eau pour éliminer tout résidu éventuel.
h. Reboucher le flacon vide et le mettre dans le boîtier du piège à vide. Fixer le raccord
à déconnexion rapide sur l’appareil TCS. Jeter avec précaution les deux gants.
4. Appareil TCS
Essuyer les surfaces de l’appareil TCS, la rampe d’aspiration et la surface des embouts
d’éjection du tampon de lavage avec des serviettes en papier humidifiées à l’aide d’une
solution d’hypochlorite de sodium dosée de 2,5 % à 3,5 % (0,35 M à 0,5 M). Faire suivre
l’étape de javellisation par un rinçage à l’eau, puis sécher complètement les surfaces
avec des serviettes en papier.
5. Portoirs
Submerger les portoirs dans une solution d’hypochlorite de sodium dosée de 2,5 % à
3,5 % (0,35 M à 0,5 M) en veillant à ce qu’ils soient recouverts par la solution
d’hypochlorite de sodium. Maintenir les portoirs immergés pendant 10 minutes. Toute
exposition plus longue endommagerait les portoirs. Rincer soigneusement les portoirs
à l’eau et les placer sur un tampon absorbant propre avant de les laisser sécher
parfaitement à l’air libre. Pour prolonger la durée de vie des portoirs, les faire sécher
debout, et non inversés.
I.
Contamination des tests
1. L’introduction de substances contaminantes peut survenir si le protocole de test n’est
pas rigoureusement respecté.
2. Les TTU doivent être décontaminées dans une solution de désactivation de la façon
décrite sous Détection. Ne pas réutiliser les TTU.
3. Effectuer une décontamination régulière du matériel et des surfaces de travail de la
façon décrite sous Remarques concernant la procédure, Décontamination.
4. Comme avec tout système de réactif, l’excès de poudre sur certains gants peut
entraîner la contamination des tubes ouverts. Il est recommandé d’utiliser des gants
sans poudre.
J. Protocole de contrôle de la contamination en laboratoire pour les DTS Systems
Il existe plusieurs facteurs précis pouvant contribuer à la contamination, notamment le
volume de tests, la direction du sens du travail, la prévalence de maladies et diverses
activités de laboratoire. Ces facteurs doivent être pris en compte lors de l’établissement
de la fréquence du contrôle des contaminations. Les intervalles de contrôle de la
contamination doivent être définis en fonction des pratiques et des procédures propres à
chaque laboratoire.
Pour surveiller la contamination du laboratoire, il est possible d’effectuer la procédure
suivante au moyen du kit de collecte d’échantillons – écouvillon unisexe Aptima pour
échantillons endocervicaux féminins et urétraux masculins sur écouvillon :
1. Marquer les tubes de transport des écouvillons avec les numéros correspondants aux
zones à tester.
2. Retirer l’écouvillon de collecte d’échantillon (écouvillon à tige bleue avec imprimé
vert) de son emballage, humidifier l’écouvillon dans le milieu du tube de transport de
l’écouvillon et écouvillonner la zone désignée d’un geste circulaire.
3. Introduire immédiatement l’écouvillon dans un tube de transport.
Test Aptima Neisseria gonorrhoeae
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502486FC Rev. 005
Aptima
DTS Systems
™
4. Casser délicatement la tige de l’écouvillon sur la rainure en évitant toute projection du
contenu.
5. Reboucher hermétiquement le tube de transport de l’écouvillon.
6. Refaire Étapes 2 à 5 pour toutes les zones à écouvillonner.
7. Tester l’écouvillon à l’aide du test GC Aptima selon la Procédure de test à l’aide des
DTS Systems.
Si les résultats sont positifs ou équivoques pour GC (voir Interprétation des tests – CQ/
Résultats patients), la surface peut être contaminée et doit alors être décontaminée avec
de l’hypochlorite de sodium selon les recommandations indiquées dans la section
Procédure de test à l’aide des DTS Systems, Préparation du matériel.
Remarque : Si l’on soupçonne le bain-marie d’être contaminé, il est possible de le tester
à l’aide de la procédure de test d’échantillons d’urine et en ajoutant 2,0 mL d’eau dans
un tube de transport d’échantillons d’urine.
K. Dépannage
1. Des valeurs de témoin positif faibles peuvent être dues à des températures incorrectes
lors des différentes étapes du test ou à un temps de sélection ayant dépassé la
durée recommandée lors de l’étape de sélection.
2. Des bruits de fond élevés peuvent survenir si le temps de sélection de l’étape de
sélection est écourté, la sélection de température est incorrecte ou en cas de
mélange insuffisant après l’ajout du réactif de sélection.
3. Si le contrôle négatif Aptima pour GC, portant l’étiquette « CONTROL + CT PCT /
CONTROL – GC NGC » est positif ou équivoque pour GC, consulter la section
Remarques concernant la procédure, Contamination des tests pour de plus amples
informations.
Test Aptima Neisseria gonorrhoeae
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Aptima
Tigris DTS System
™
Tigris DTS System
Les réactifs du test GC Aptima sont énumérés ci-dessous pour le Tigris DTS System. Les
symboles d’identification des réactifs sont également indiqués à côté du nom du réactif.
Réactifs et matériel fournis
Kit de test Aptima pour Neisseria gonorrhoeae, 100 tests (2 boîtes et 1 kit de contrôles)
(Nº de cat. 303092)
Test Aptima pour Neisseria gonorrhoeae Boîte réfrigérée (Boîte 1 de 2)
(conserver entre 2 °C et 8 °C dès réception)
Symbole
Composant
Quantité
A
Réactif d’amplification GC Aptima
Acides nucléiques déshydratés non infectieux dans une solution
tamponnée contenant < 5 % de diluant.
1 flacon
E
Réactif enzymatique Aptima
Transcriptase inverse et RNA polymérase déshydratées dans une
solution tamponnée de HEPES contenant < 10 % de diluant.
1 flacon
P
Réactif-sonde GC Aptima
Sondes de DNA chimioluminescentes non infectieuses déshydratées
dans une solution tamponnée de succinate contenant < 5 % de détergent.
1 flacon
TCR-B
Réactif de capture de cible B Aptima
Acides nucléiques non infectieux dans une solution tamponnée
contenant < 5 % de détergent.
1 x 0,30 mL
Test Aptima pour Neisseria gonorrhoeae Boîte à température ambiante (Boîte 2 de 2)
(à conserver entre 15 °C et 30 °C dès la réception)
Symbole
Composant
Quantité
AR
Solution de reconstitution de l’amplification GC Aptima
Solution aqueuse contenant des conservateurs.
1 x 11,9 mL
ER
Solution de reconstitution enzymatique Aptima
Solution tamponnée de HEPES contenant un surfactant et du glycérol.
1 x 6,3 mL
PR
Solution de reconstitution de sonde GC Aptima
Solution tamponnée de succinate contenant < 5 % de détergent.
1 x 15,2 mL
Réactif de sélection Aptima
Solution tamponnée de borate à 600 mM contenant un surfactant.
1 x 43,0 mL
Réactif de capture de cible GC Aptima
Solution saline tamponnée contenant des oligomères de capture en
phase solide.
1 x 26,0 mL
S
TCR
Collets de reconstitution
3
Fiche des code-barres de lot de référence
Test Aptima Neisseria gonorrhoeae
24
1 fiche
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Aptima
Tigris DTS System
™
Kit de témoins Aptima
(conserver entre 2 °C et 8 °C dès réception)
Symbole
Composant
Quantité
PGC/
NCT
Témoin positif GC/témoin négatif CT Aptima
Acide nucléique GC non infectieux dans une solution tamponnée
contenant < 5 % de détergent. Chaque échantillon de 400 µL contient
une concentration de rRNA estimée équivalente à 50 cellules de GC
(250 fg/test*).
5 x 1,7 mL
PCT/
NGC
Témoin positif CT/témoin négatif GC Aptima
Acide nucléique CT non infectieux dans une solution tamponnée
contenant < 5 % de détergent. Chaque échantillon de 400 µL contient
une concentration de rRNA estimée équivalente à 1 IFU (unité de
formation des inclusions) de CT (5 fg/test*).
5 x 1,7 mL
* Les concentrations de rRNA équivalentes ont été calculées d’après la taille du génome et le ratio estimé
DNA:RNA/cellule de chaque organisme.
Matériel requis mais vendu séparément
Remarque : Les références du matériel vendu par Hologic sont indiquées, sauf indication contraire.
Nº de référence
Tigris DTS System
105118
Kit de liquides pour tests Aptima
302382
(Solution de lavage Aptima, tampon Aptima pour solution de désactivation et
réactif huileux Aptima)
Kit Auto Detect Aptima
301048
Kit de conservateur de liquide système Aptima
302380
Embouts, 1000 µL, conducteurs, détecteurs de liquide
10612513 (Tecan)
Kit pour séries Tigris DTS System contenant
301191
Unités multi-tubes (Multi-tube Units, MTU)
Kit de sacs pour MTU/embouts usagés
Déflecteur de déchets pour MTU
Couvre-déchets pour MTU
104772-02
900907
900931
105523
301154C
Kit de transfert d’échantillons Aptima
à utiliser avec les échantillons dans la solution PreservCyt
Kit de transfert d’échantillons Aptima — Imprimable
PRD-05110
à utiliser avec les échantillons dans la solution PreservCyt
Kit de prélèvement de spécimen sur écouvillon Aptima Multitest
PRD-03546
Kit de collecte d’échantillons – écouvillon unisexe Aptima pour
échantillons endocervicaux féminins et urétraux masculins sur
écouvillon
301041
Kit de collecte d’échantillons d’urine Aptima pour échantillons
d’urine masculins et féminins
301040
Tubes de transport d’échantillons d’urine Aptima pour échantillons
d’urine masculins et féminins
105575
Test Aptima Neisseria gonorrhoeae
25
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Aptima
Tigris DTS System
™
Nº de référence
Eau de Javel, solution d’hypochlorite de sodium dosée de 5 % à
7 % (0,7 M à 1,0 M)
—
Eau pour le Tigris DTS System
—
consulter le Manuel de l’utilisateur du Tigris DTS System (Tigris DTS System
Operator’s Manual) pour connaître les spécifications
Gants jetables
—
Solution étalon SysCheck
301078
Bouchons pénétrables Aptima
105668
Bouchons non pénétrables de remplacement
103036A
Bouchons de rechange pour les kits de 100 tests
—
Solutions de reconstitution du réactif-sonde, du
réactif enzymatique et du réactif d’amplification CL0041 (100 bouchons)
Réactif TCR et réactif de sélection
501604 (100 bouchons)
Matériel optionnel
Nº de référence
Kit de témoins Aptima
301110
Rehausseur d’eau de Javel Hologic pour le nettoyage
302101
pour le nettoyage courant des surfaces et des appareils
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Aptima
Tigris DTS System
™
Procédure de test pour le Tigris DTS System
Remarque : Consulter le Manuel de l’utilisateur du Tigris DTS System (Tigris DTS System
Operator’s Manual) pour de plus amples renseignements sur la procédure avec ce
système.
A. Préparation de la zone de travail
1. Nettoyer les plans de travail sur lesquels les réactifs et les échantillons seront
préparés. Essuyer les plans de travail à l’aide d’une solution d’hypochlorite de sodium
de 2,5 % à 3,5 % (0,35 M à 0,5 M). Laisser la solution d’hypochlorite de sodium au
contact des surfaces pendant au moins 1 minute, puis rincer à l’eau. Ne pas laisser
sécher la solution d’hypochlorite de sodium. Couvrir la surface de la paillasse sur
laquelle les réactifs et les échantillons seront préparés à l’aide de protections de
laboratoire absorbantes propres avec envers plastifié.
B. Reconstitution des réactifs/préparation d’un nouveau kit
Remarque : La reconstitution des réactifs doit être effectuée avant d’entreprendre toute
tâche sur le Tigris DTS System.
1. Pour reconstituer le réactif d’amplification GC, le réactif enzymatique et le réactif sonde
GC, mélanger les flacons de réactif lyophilisé avec la solution de reconstitution. Si les
solutions de reconstitution sont réfrigérées, laissez leur température s'équilibrer à
température ambiante avant de les utiliser.
a. Faire correspondre chaque solution de reconstitution avec son réactif lyophilisé.
Vérifier que la solution de reconstitution et le réactif lyophilisé ont des étiquettes
de couleur correspondantes avant de mettre en place le collet de reconstitution.
b. Vérifier les numéros de lot sur la fiche de code-barres du lot de référence pour
s’assurer que les réactifs sont associés correctement.
c. Ouvrir le réactif lyophilisé et insérer fermement l’extrémité du collet de reconstitution
présentant une encoche dans l’ouverture du flacon (Figure 2, étape 1).
d. Ouvrir la bouteille de solution de reconstitution correspondante et poser le
bouchon sur une surface de travail propre et couverte.
e. Tout en tenant la bouteille de solution de reconstitution au-dessus de la paillasse,
insérer fermement l’autre extrémité du collet de reconstitution dans l’ouverture de
la bouteille (Figure 2, étape 2).
f.
Retourner délicatement l’assemblage flacon/bouteille. Laisser la solution s’écouler
depuis la bouteille dans le flacon en verre (Figure 2, étape 3).
g. Faire tournoyer délicatement la solution dans le flacon pour la mélanger. Éviter de
faire de la mousse dans le flacon pendant cette manipulation (Figure 2, étape 4).
h. Attendre que le réactif lyophilisé se dissolve, puis retourner à nouveau
l’assemblage flacon/bouteille en l’inclinant à un angle de 45° pour minimiser la
formation de mousse (Figure 2, étape 5). Laisser tout le liquide s’écouler dans la
bouteille en plastique.
i.
Retirer le collet de reconstitution et le flacon en verre (Figure 2, étape 6).
j.
Reboucher la bouteille. Noter les initiales de l’utilisateur et la date de
reconstitution sur l’étiquette (Figure 2, étape 7).
k. Jeter le collet de reconstitution et le flacon en verre (Figure 2, étape 8).
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Aptima
Tigris DTS System
™
Avertissement : Éviter de faire de la mousse en reconstituant les réactifs. La mousse
nuit au fonctionnement du détecteur de niveau du Tigris DTS System.
Figure 2. Procédure de reconstitution pour le Tigris DTS System
2. Préparer la solution de travail TCR GC (wTCR GC).
a. Associer les flacons de TCR GC et de TCR-B appropriés.
b. Vérifier les numéros de lot des réactifs sur la fiche de code-barres du lot de
référence pour s’assurer que les réactifs appropriés du kit correspondent.
c. Ouvrir le flacon de TCR GC et poser le bouchon sur une surface de travail propre
et couverte.
d. Retirer le bouchon du flacon de TCR-B et verser la totalité du contenu dans le
flacon de TCR GC. Il est normal qu’une petite quantité de liquide reste dans le
flacon de TCR-B.
e. Reboucher le flacon de TCR GC et agiter délicatement la solution pour mélanger
le contenu. Éviter de faire de la mousse pendant cette étape.
f.
Noter les initiales de l’utilisateur ainsi que la date du jour sur l’étiquette.
g. Jeter le flacon de TCR-B et son bouchon.
3. Préparation du réactif de sélection
a. Vérifier le numéro de lot de la bouteille de réactif pour s’assurer qu’il correspond
au numéro figurant sur la fiche de code-barres du lot de référence.
b. Noter les initiales de l’utilisateur ainsi que la date du jour sur l’étiquette.
Remarque : Bien mélanger tous les réactifs en les retournant doucement avant de les
charger dans le système. Éviter la formation de mousse pendant le retournement des réactifs.
C. Préparation des réactifs préalablement reconstitués
1. Le réactif-sonde GC, le réactif d’amplification GC et le réactif enzymatique
précédemment reconstitués doivent parvenir à température ambiante (entre 15 °C et
30 °C) avant le début du test.
2. Si le réactif-sonde GC reconstitué contient un précipité qui ne se remet pas en solution
à température ambiante, chauffer le flacon bouché à une température n’excédant pas
62 °C pendant 1 à 2 minutes. Après cela, le réactif-sonde GC peut être utilisé même
s’il reste des précipités résiduels. Mélanger le réactif-sonde GC par retournement en
veillant à ne pas former de mousse avant de le charger sur le système.
3. Bien mélanger chaque réactif en le retournant doucement avant de le charger dans le
système. Éviter la formation de mousse pendant le retournement des réactifs.
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Tigris DTS System
™
4. Ne pas ajouter davantage de réactif dans les flacons de réactif. Le Tigris DTS
System détecte et rejette les flacons dans lesquels plus de réactif a été ajouté.
D. Manipulation des échantillons
1. Laisser les témoins ainsi que les échantillons parvenir à température ambiante avant
toute procédure.
2. Ne pas vortexer les échantillons.
3. Confirmer visuellement que chaque tube à échantillon répond à un des critères suivants :
a. Présence d’un seul écouvillon de collecte Aptima bleu dans un tube de transport
d’échantillons sur écouvillon unisexe.
b. Présence d’un seul écouvillon de collecte Aptima rose dans un tube de transport
d’échantillons sur écouvillon multitest ou vaginal.
c. Volume final d’urine situé entre les lignes de remplissage noires d’un tube de
transport d’échantillons d’urine.
d. Absence d’un écouvillon dans le tube de transport d’échantillons Aptima pour les
échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt.
4. Inspecter les tubes d’échantillon avant de les charger dans le portoir :
a. Si un tube d’échantillon contient des bulles dans l’espace situé entre le liquide et le
bouchon, centrifuger le tube pendant 5 minutes à 420 FCR pour éliminer les bulles.
b. Si le tube d’échantillon présente un volume inférieur à celui généralement obtenu
et que les instructions de collecte ont été respectées, centrifuger le tube pendant
5 minutes à 420 FCR pour s’assurer qu’il n’y a pas de liquide dans le bouchon.
c. Si le niveau de liquide dans un tube de transport d’urine ne se situe pas entre les
deux lignes indicatrices noires, l’échantillon doit être rejeté. Ne pas perforer un
tube trop rempli.
d. Si un échantillon d’urine contient un précipité, chauffer l’échantillon à 37 °C
pendant jusqu’à 5 minutes. Si le précipité ne se dissout pas, vérifier visuellement
qu’il ne nuit pas à l’obtention de l’échantillon.
Remarque : Le non-respect des étapes a 4a à c peut entraîner l’écoulement de liquide
par le bouchon du tube d’échantillon.
Remarque : Il est possible de tester jusqu’à 3 aliquotes distinctes provenant de chaque
tube d’échantillon. Les tentatives de pipeter plus de 3 aliquotes du tube d’échantillon
peuvent entraîner des erreurs d’insuffisance de volume.
E. Préparation du système
Configurer le système et la liste de travail selon les instructions du Manuel de l’utilisateur
du Tigris DTS System (Tigris DTS System Operator’s Manual) et de Remarques
concernant la procédure.
Test Aptima Neisseria gonorrhoeae
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Aptima
Tigris DTS System
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Remarques concernant la procédure
A. Témoins
1. Pour travailler correctement avec le logiciel de test Aptima pour le Tigris DTS System,
des témoins avant et de fin sont nécessaires. Le Contrôle positif CT / Contrôle négatif
GC doit être placé dans la première position et l’avant dernière position d’une liste de
travail. L’étiquette de ce témoin est rose. Le texte de l’étiquette indique « CONTROL
+ CT PCT / CONTROL – GC NGC ». Le Contrôle positif GC / Contrôle négatif CT
doit être placé dans la seconde position et la dernière position d’une liste de travail.
Le témoin porte une étiquette bleu-vert. Le texte de l’étiquette indique « CONTROL +
GC PGC / CONTROL – CT NCT ».
2. Chaque tube de témoin Aptima est prévu pour un seul test. Les tentatives de pipeter
plus d’une fois à partir du tube peuvent entraîner des erreurs d’insuffisance de volume.
B. Température
La température ambiante est définie comme se situant entre 15 °C et 30 °C.
C. Poudre sur les gants
Comme avec tout système de réactif, l’excès de poudre sur certains gants peut entraîner
la contamination des tubes ouverts. Il est recommandé d’utiliser des gants sans poudre.
D. Protocole de contrôle de la contamination en laboratoire pour le Tigris DTS System
Il existe plusieurs facteurs précis pouvant contribuer à la contamination, notamment le
volume de tests, la direction du sens du travail, la prévalence de maladies et diverses
activités de laboratoire. Ces facteurs doivent être pris en compte lors de l’établissement
de la fréquence du contrôle des contaminations. Les intervalles de contrôle de la
contamination doivent être définis en fonction des pratiques et des procédures propres à
chaque laboratoire.
Pour surveiller la contamination du laboratoire, il est possible d’effectuer la procédure
suivante au moyen du kit de collecte d’échantillons – écouvillon unisexe Aptima pour
échantillons endocervicaux féminins et urétraux masculins sur écouvillon :
1. Marquer les tubes de transport des écouvillons avec les numéros correspondants aux
zones à tester.
2. Retirer l’écouvillon de collecte d’échantillon (écouvillon à tige bleue avec imprimé
vert) de son emballage, humidifier l’écouvillon dans le milieu du tube de transport de
l’écouvillon et écouvillonner la zone désignée d’un geste circulaire.
3. Introduire immédiatement l’écouvillon dans un tube de transport.
4. Casser délicatement la tige de l’écouvillon sur la rainure en évitant toute projection du
contenu.
5. Reboucher hermétiquement le tube de transport de l’écouvillon.
6. Refaire Étapes 2 à 5 pour toutes les zones à écouvillonner.
Si les résultats sont positifs ou équivoques pour GC, voir Interprétation des tests – CQ/
Résultats patients. Pour des renseignements supplémentaires au sujet du contrôle de la
contamination spécifiques au Tigris DTS System, consulter le Manuel de l’utilisateur du
Tigris DTS System (Tigris DTS System Operator’s Manual).
Test Aptima Neisseria gonorrhoeae
30
502486FC Rev. 005
Aptima
Panther System
™
Panther System
Les réactifs du test GC Aptima sont énumérés ci-dessous pour le Panther System. Les symboles
d’identification des réactifs sont également indiqués à côté du nom du réactif.
Réactifs et matériel fournis
Kit de test Aptima pour Neisseria gonorrhoeae, 100 tests (2 boîtes et 1 kit de contrôles)
(Nº de cat. 302927)
Test Aptima pour Neisseria gonorrhoeae Boîte réfrigérée (Boîte 1 de 2)
(conserver entre 2 °C et 8 °C dès réception)
Symbole
Composant
Quantité
A
Réactif d’amplification GC Aptima
Acides nucléiques déshydratés non infectieux dans une solution
tamponnée contenant < 5 % de diluant.
1 flacon
E
Réactif enzymatique GC Aptima
Transcriptase inverse et RNA polymérase déshydratées dans une solution
tamponnée de HEPES contenant < 10 % de diluant.
1 flacon
P
Réactif-sonde GC Aptima
Sondes de DNA chimioluminescentes non infectieuses déshydratées
dans une solution tamponnée de succinate contenant < 5 % de détergent.
1 flacon
TCR-B
Réactif de capture de cible B GC Aptima
Acides nucléiques non infectieux dans une solution tamponnée
contenant <5 % de détergent.
1 x 0,30 mL
Test Aptima pour Neisseria gonorrhoeae Boîte à température ambiante (Boîte 2 de 2)
(à conserver entre 15 °C et 30 °C dès la réception)
Symbole
Composant
Quantité
AR
Solution de reconstitution de l’amplification GC Aptima
Solution aqueuse contenant des conservateurs.
1 x 11,9 mL
ER
Solution de reconstitution enzymatique GC Aptima
Solution tamponnée de HEPES contenant un surfactant et du glycérol.
1 x 6,3 mL
PR
Solution de reconstitution de sonde GC Aptima
Solution tamponnée de succinate contenant < 5 % de détergent.
1 x 15,2 mL
S
Réactif de sélection GC Aptima
Solution tamponnée de borate à 600 mM contenant un surfactant.
1 x 43,0 mL
Réactif de capture de cible GC Aptima
Solution saline tamponnée contenant des oligomères de capture en
phase solide.
1 x 26,0 mL
TCR
Collets de reconstitution
3
Fiche des code-barres de lot de référence
Test Aptima Neisseria gonorrhoeae
31
1 fiche
502486FC Rev. 005
Aptima
Panther System
™
Kit de témoins Aptima
(conserver entre 2 °C et 8 °C dès réception)
Symbole
Composant
Quantité
PGC/NCT
Témoin positif GC/témoin négatif CT Aptima
Acide nucléique GC non infectieux dans une solution tamponnée
contenant < 5 % de détergent. Chaque échantillon de 400 µL
contient une concentration de rRNA estimée équivalente à
50 cellules de GC (250 fg/test*).
5 x 1,7 mL
PCT/NGC
Contrôle positif CT / contrôle négatif GC Aptima
Acide nucléique CT non infectieux dans une solution tamponnée
contenant < 5 % de détergent. Chaque échantillon de 400 µL
contient une concentration de rRNA estimée équivalente à 1 IFU
(unité de formation des inclusions) de CT (5 fg/test*).
5 x 1,7 mL
* Les concentrations de rRNA équivalentes ont été calculées d’après la taille du génome et le ratio estimé
DNA:RNA/cellule de chaque organisme.
Matériel requis mais vendu séparément
Remarque : Les références du matériel vendu par Hologic sont indiquées, sauf indication contraire.
Nº de référence
Panther System
303095
Kit de liquides pour tests Aptima
303014 (1000 tests)
(Solution de lavage Aptima, tampon Aptima pour solution de désactivation et
réactif huileux Aptima)
Kit Auto Detect Aptima
303013 (1000 tests)
Unités multi-tubes (MTU)
104772-02
Kit de sacs pour déchets Panther
902731
Couvre-déchets Panther
504405
Ou kit pour séries Panther
303096 (5000 tests)
contient des MTU, des sacs pour déchets, des couvre-déchets, des liquides
pour tests et les solutions Auto Detect
Embouts, 1000 µL, conducteurs, détecteurs de liquide
10612513 (Tecan)
Kit de transfert d’échantillons Aptima
301154C
à utiliser avec les échantillons dans la solution PreservCyt
Kit de transfert d’échantillons Aptima — Imprimable
PRD-05110
à utiliser avec les échantillons dans la solution PreservCyt
Kit de prélèvement de spécimen sur écouvillon Aptima Multitest
PRD-03546
Kit de collecte d’échantillons – écouvillon unisexe Aptima pour
échantillons endocervicaux féminins et urétraux masculins sur
écouvillon
301041
Kit de collecte d’échantillons d’urine Aptima pour échantillons
d’urine masculins et féminins
301040
Test Aptima Neisseria gonorrhoeae
32
502486FC Rev. 005
Aptima
Panther System
™
Nº de référence
Tubes de transport d’échantillons d’urine Aptima pour échantillons
d’urine masculins et féminins
105575
Eau de Javel, solution d’hypochlorite de sodium dosée de 5 % à
7 % (0,7 M à 1,0 M)
—
Gants jetables
—
Solution étalon SysCheck
301078
Bouchons pénétrables Aptima
105668
Bouchons non pénétrables de remplacement
103036A
Bouchons de rechange pour les kits de 100 tests
—
Solutions de reconstitution du réactif-sonde, du réactif
enzymatique et du réactif d’amplification
CL0041 (100 bouchons)
Réactif TCR et réactif de sélection
501604 (100 bouchons)
Matériel optionnel
Nº de référence
Kit de témoins Aptima
301110
Rehausseur d’eau de Javel Hologic pour le nettoyage
302101
pour le nettoyage courant des surfaces et des appareils
Procédure de test pour le Panther System
Remarque : Consulter le Manuel de l’utilisateur du Panther System (Panther System
Operator’s Manual) pour de plus amples renseignements sur la procédure du Panther
System.
A. Préparation de la zone de travail
1. Nettoyer les plans de travail sur lesquels les réactifs et les échantillons seront
préparés. Essuyer les plans de travail à l’aide d’une solution d’hypochlorite de sodium
de 2,5 % à 3,5 % (0,35 M à 0,5 M). Laisser la solution d’hypochlorite de sodium au
contact des surfaces pendant au moins 1 minute, puis rincer à l’eau. Ne pas laisser
sécher la solution d’hypochlorite de sodium. Couvrir la surface de la paillasse sur
laquelle les réactifs et les échantillons seront préparés à l’aide de protections de
laboratoire absorbantes propres avec envers plastifié.
B. Reconstitution des réactifs/préparation d’un nouveau kit
Remarque : La reconstitution des réactifs doit être effectuée avant d’entreprendre toute
tâche sur le Panther System.
1. Afin de reconstituer le réactif d’amplification GC, le réactif enzymatique GC et le
réactif-sonde GC, mélanger la solution de reconstitution aux bouteilles de réactif
lyophilisé. Si les solutions de reconstitution sont réfrigérées, laisser leur température
s’équilibrer à température ambiante avant de les utiliser.
a. Faire correspondre chaque solution de reconstitution avec son réactif lyophilisé.
Vérifier que la solution de reconstitution et le réactif ont des étiquettes de couleur
correspondantes avant de mettre en place le collet de reconstitution.
Test Aptima Neisseria gonorrhoeae
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502486FC Rev. 005
Aptima
Panther System
™
b. Vérifier les numéros de lot sur la fiche de code-barres du lot de référence pour
s’assurer que les réactifs sont associés correctement.
c. Ouvrir le flacon de réactif lyophilisé et insérer fermement l’extrémité du collet de
reconstitution présentant une encoche dans l’ouverture du flacon (Figure 3, étape 1).
d. Ouvrir la bouteille de solution de reconstitution correspondante et poser le
bouchon sur une surface de travail propre et couverte.
e. Tout en tenant la bouteille de solution de reconstitution au-dessus de la paillasse,
insérer fermement l’autre extrémité du collet de reconstitution dans l’ouverture de
la bouteille (Figure 3, étape 2).
f.
Retourner délicatement l’assemblage flacon/bouteille. Laisser la solution s’écouler
depuis la bouteille dans le flacon en verre (Figure 3, étape 3).
g. Faire tournoyer délicatement la solution dans le flacon pour la mélanger. Éviter de
faire de la mousse dans le flacon pendant cette manipulation (Figure 3, étape 4).
h. Attendre que le réactif lyophilisé se dissolve, puis retourner à nouveau l’assemblage
flacon/bouteille en l’inclinant à un angle de 45° pour minimiser la formation de mousse
(Figure 3, étape 5). Laisser tout le liquide s’écouler dans la bouteille en plastique.
i.
Retirer le collet de reconstitution et le flacon (Figure 3, étape 6).
j.
Reboucher le flacon en plastique. Noter les initiales de l’utilisateur et la date de
reconstitution sur l’étiquette (Figure 3, étape 7).
k. Jeter le collet de reconstitution et le flacon en verre (Figure 3, étape 8).
Avertissement : Éviter de faire de la mousse en reconstituant les réactifs. La mousse
nuit au fonctionnement du détecteur de niveau du Panther System.
Figure 3. Procédure de reconstitution du Panther System
2. Préparer la solution de travail du réactif de capture de cible GC (working Target
Capture Reagent, wTCR GC)
a. Associer les flacons de TCR GC et de TCR-B appropriés.
b. Vérifier les numéros de lot des réactifs sur la fiche de code-barres du lot de
référence pour s’assurer que les réactifs appropriés du kit correspondent.
c. Ouvrir le flacon de TCR GC et poser le bouchon sur une surface de travail propre
et couverte.
d. Retirer le bouchon du flacon de TCR-B et verser la totalité du contenu dans le
flacon de TCR GC. Il est normal qu’une petite quantité de liquide reste dans le
flacon de TCR-B.
Test Aptima Neisseria gonorrhoeae
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502486FC Rev. 005
Aptima
Panther System
™
e. Reboucher le flacon de TCR GC et agiter délicatement la solution pour mélanger
le contenu. Éviter de faire de la mousse pendant cette étape.
f.
Noter les initiales de l’utilisateur ainsi que la date du jour sur l’étiquette.
g. Jeter le flacon de TCR-B et son bouchon.
3. Préparation du réactif de sélection
a. Vérifier le numéro de lot de la bouteille de réactif pour s’assurer qu’il correspond
au numéro figurant sur la fiche de code-barres du lot de référence.
b. Noter les initiales de l’utilisateur ainsi que la date du jour sur l’étiquette.
Remarque : Bien mélanger tous les réactifs en les retournant doucement avant de les
charger dans le système. Éviter la formation de mousse pendant le retournement des réactifs.
C. Préparation des réactifs préalablement reconstitués
1. Le réactif d’amplification, le réactif enzymatique et le réactif-sonde préalablement
reconstitués doivent parvenir à température ambiante (entre 15 °C et 30 °C) avant le
début du test.
2. Si le réactif-sonde GC reconstitué contient un précipité qui ne se remet pas en solution
à température ambiante, chauffer le flacon bouché à une température n’excédant pas
62 °C pendant 1 à 2 minutes. Après cela, le réactif-sonde GC peut être utilisé même s’il
reste des précipités résiduels. Mélanger le réactif-sonde GC par retournement en
veillant à ne pas former de mousse avant de le charger sur le système.
3. Bien mélanger chaque réactif en le retournant doucement avant de le charger dans le
système. Éviter la formation de mousse pendant le retournement des réactifs.
4. Ne pas ajouter davantage de réactif dans les flacons de réactif. Le Panther System
détecte et rejette les flacons dans lesquels plus de réactif a été ajouté.
D. Manipulation des échantillons
1. Laisser les témoins ainsi que les échantillons parvenir à température ambiante avant
toute procédure.
2. Ne pas vortexer les échantillons.
3. Confirmer visuellement que chaque tube à échantillon répond à un des critères suivants :
a. Présence d’un seul écouvillon de collecte Aptima bleu dans un tube de transport
d’échantillons sur écouvillon unisexe.
b. Présence d’un seul écouvillon de collecte Aptima rose dans un tube de transport
d’échantillons sur écouvillon multitest ou vaginal.
c. Volume final d’urine situé entre les lignes de remplissage noires d’un tube de
transport d’échantillons d’urine.
d. Absence d’un écouvillon dans le tube de transport d’échantillons Aptima pour les
échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt.
4. Inspecter les tubes d’échantillon avant de les charger dans le portoir :
a. Si un tube de transport contient des bulles dans l’espace situé entre le liquide et le
bouchon, centrifuger le tube pendant 5 minutes à 420 FCR pour éliminer les bulles.
b. Si le tube de transport présente un volume inférieur à celui généralement obtenu et
que les instructions de collecte ont été respectées, centrifuger le tube pendant
5 minutes à 420 FCR pour s’assurer qu’il ne reste pas de liquide dans le bouchon.
c. Si le niveau de liquide dans un tube de transport d’urine ne se situe pas entre les
deux lignes indicatrices noires, l’échantillon doit être rejeté. Ne pas perforer un
tube trop rempli.
Test Aptima Neisseria gonorrhoeae
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502486FC Rev. 005
Aptima
Panther System
™
d. Si un échantillon d’urine contient un précipité, chauffer l’échantillon à 37 °C
pendant 5 minutes maximum. Si le précipité ne se dissout pas, vérifier
visuellement qu’il ne nuit pas à l’obtention de l’échantillon.
Remarque : Le non-respect des étapes 4a à c peut entraîner l’écoulement de liquide par
le bouchon du tube d’échantillon.
Remarque : Il est possible de tester jusqu’à 4 aliquotes distinctes provenant de chaque
tube d’échantillon. Les tentatives de pipetage de plus de 4 aliquotes d’un tube
d’échantillon peuvent entraîner des erreurs de traitement.
E. Préparation du système
1. Configurer le système selon les instructions du Manuel de l’utilisateur du Panther
System (Panther System Operator’s Manual ) et les Remarques concernant la
procédure. Veiller à ce que des portoirs à réactifs et des adaptateurs TCR de taille
appropriée soient utilisés.
2. Charger les échantillons.
Remarques concernant la procédure
A. Témoins
1. Une paire de témoins doit être utilisée pour permettre au logiciel de test Aptima pour
le Panther System de fonctionner correctement. Sur le Panther System, les tubes de
témoin positif CT / témoin négatif GC et de témoin positif GC / témoin négatif CT
peuvent être placés à n’importe quelle position sur le portoir ou dans n’importe quelle
colonne du compartiment à échantillons. Le pipetage des échantillons des patients
débutera lorsqu’une des deux conditions suivantes aura été remplie :
a. Une paire de témoins est en cours de traitement par le système.
b. Des résultats valides ont été enregistrés sur le système pour les témoins.
2. Dès que le pipetage des tubes des témoins a été réalisé et que ces derniers sont en
cours de traitement pour un kit de réactifs défini, l’analyse des échantillons des
patients peut se poursuivre pendant 24 heures avec ce même kit sauf si :
a. Les témoins sont invalides.
b. Le kit de réactifs du test associé est retiré du système.
c. La durée de stabilité du kit de réactifs associé aux témoins a été dépassée.
3. Chaque tube de témoin Aptima est prévu pour un seul test. Les tentatives de
pipetage répétées (plus d’une fois) à partir d’un même tube peuvent entraîner des
erreurs de traitement.
B. Température
La température ambiante est définie comme se situant entre 15 °C et 30 °C.
C. Poudre sur les gants
Comme avec tout système de réactif, l’excès de poudre sur certains gants peut entraîner
la contamination des tubes ouverts. Il est recommandé d’utiliser des gants sans poudre.
D. Protocole de contrôle de la contamination en laboratoire pour le Panther System
Il existe plusieurs facteurs précis pouvant contribuer à la contamination, notamment le
volume de tests, la direction du sens du travail, la prévalence de maladies et diverses
activités de laboratoire. Ces facteurs doivent être pris en compte lors de l’établissement
Test Aptima Neisseria gonorrhoeae
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502486FC Rev. 005
Aptima
Panther System
™
de la fréquence du contrôle des contaminations. Les intervalles de contrôle de la
contamination doivent être définis en fonction des pratiques et des procédures propres à
chaque laboratoire.
Pour surveiller la contamination du laboratoire, il est possible d’effectuer la procédure
suivante au moyen du kit de collecte d’échantillons – écouvillon unisexe Aptima pour
échantillons endocervicaux féminins et urétraux masculins sur écouvillon :
1. Marquer les tubes de transport des écouvillons avec les numéros correspondants aux
zones à tester.
2. Retirer l’écouvillon de collecte d’échantillon (écouvillon à tige bleue avec imprimé
vert) de son emballage, humidifier l’écouvillon dans le milieu du tube de transport de
l’écouvillon et écouvillonner la zone désignée d’un geste circulaire.
3. Insérer immédiatement l’écouvillon dans le tube de transport.
4. Casser délicatement la tige de l’écouvillon sur la rainure en évitant toute projection du
contenu.
5. Reboucher hermétiquement le tube de transport de l’écouvillon.
6. Refaire les étapes 2 à 5 pour toutes les zones à écouvillonner.
Si les résultats sont positifs ou équivoques pour GC, voir Interprétation des tests – CQ/
Résultats patients. Pour des renseignements supplémentaires au sujet du contrôle de la
contamination spécifiques au Panther System, communiquer avec le Service technique
de Hologic.
Test Aptima Neisseria gonorrhoeae
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502486FC Rev. 005
Aptima
Interprétation des tests – CQ/Résultats patients
™
Interprétation des tests – CQ/Résultats patients
A. Interprétation des tests
Les résultats des tests sont interprétés automatiquement par le logiciel de test Aptima en
utilisant le protocole GC. Un résultat de test peut être négatif, équivoque, positif ou invalide
tel que déterminé par le nombre total de RLU à l’étape de détection (voir ci-dessous). Un
résultat de test peut être invalide si l’une des valeurs de RLU se situe en dehors des
seuils normalement prévus. Si les premiers résultats de test sont équivoques ou
invalides, le test doit être refait.
Interprétation des tests
Total de RLU (x 1 000)
Négatif
0* à < 50
Équivoque
50 à < 100
RLU faiblement positive1, 2, 3
100 à < 2 000
Positif
2 000 à < 12 000
1, 2
Invalide
0* ou > 12 000
*
Un résultat de zéro (0 x 1 000) RLU sur le rapport de la série représente une valeur comprise entre
zéro et 999 RLU. Les valeurs de RLU inférieures à 160 sur les DTS Systems, ou à 690 sur le Tigris DTS
System ou sur le Panther System, seront signalées comme étant invalides.
1
Conformément aux directives des CDC, « La réalisation de tests de routine supplémentaires doit être
envisagée chez les personnes dont les tests de dépistage de CT ou de GC se sont révélés positifs lorsque
les renseignements sur les facteurs de risque ou des relevés réalisés indiquent que la prévalence est faible,
donnant lieu à une PPV plus basse (par ex., < 90 %). » Consulter les directives des CDC pour de plus
amples renseignements sur les tests complémentaires et la prise en charge des patients après un test de
dépistage positif (1).
2
Se référer au Tableau 3 pour la répartition des résultats en valeurs de RLU. La valeur des RLU n’est
pas représentative de la quantité d’organismes dans l’échantillon.
3
Dans la plage faiblement positive, les données indiquent que ces résultats positifs doivent être interprétés
avec précaution, sachant qu’il est plus probable d’obtenir un résultat faussement positif que vraiment positif.
B. Résultats du contrôle de qualité et acceptabilité
Le contrôle négatif Aptima pour GC, portant l’étiquette « CONTROL + CT PCT /
CONTROL – GC NGC » et le contrôle positif Aptima pour GC, portant l’étiquette
« CONTROL + GC PGC / CONTROL – CT NCT » servent de contrôle pour les étapes de
capture de cible, d’amplification et de détection du test. Selon les recommandations ou
les exigences en vigueur dans votre pays ou auprès des organismes d’accréditation, des
témoins supplémentaires pour la lyse cellulaire et la stabilisation du RNA peuvent être
requis. Le contrôle positif pour GC, portant l’étiquette « CONTROL + GC PGC /
CONTROL – CT NCT » contient du rRNA de GC non infectieux. Si des témoins
supplémentaires sont souhaités, ils peuvent être commandés sous forme de kit. La
bonne préparation des échantillons se confirme visuellement par la présence d’un seul
écouvillon de collecte Aptima dans un tube de transport d’échantillons sur écouvillon, par
un volume final d’urine situé entre les lignes indicatrices noires d’un tube de transport
d’échantillons d’urine ou par l’absence d’un écouvillon dans le tube de transport
d’échantillons Aptima pour les échantillons de frottis en milieu liquide.
Test Aptima Neisseria gonorrhoeae
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502486FC Rev. 005
Aptima
Interprétation des tests – CQ/Résultats patients
™
Les témoins positifs doivent produire les résultats de test suivants :
Témoin
Total de RLU (x 1 000)
Résultat GC
Contrôle positif CT /
contrôle négatif GC
0* et < 50
Négatif
Contrôle positif GC /
contrôle négatif CT
≥ 100 et < 12 000
Positif
*
Un résultat de zéro (0 x 1 000) RLU sur le rapport de la série représente une valeur comprise entre
zéro et 999 RLU. Les valeurs de RLU inférieures à 160 sur les DTS Systems, ou à 690 sur le Tigris DTS
System ou sur le Panther System, seront signalées comme étant invalides.
1. Le logiciel de test Aptima évalue automatiquement les témoins selon les critères
ci-dessus et indique que la série a RÉUSSI (PASS) si les critères de témoin de la
série sont satisfaits ou a ÉCHOUÉ (FAIL) si les critères de témoin de la série ne sont
pas satisfaits.
2. Si le Run Status (État de la série) indique FAIL (ÉCHEC), tous les résultats des tests
d’une même série sont invalides et ne doivent pas être pris en compte.
3. Chaque laboratoire devra mettre en place des procédures de contrôle appropriées
pour répondre aux exigences des règlements CLIA (paragraphe 493.1256).
Remarque : Voir Dépannage ou appeler le Service technique de Hologic pour toute
assistance avec des témoins hors normes sur les DTS Systems.
4. L’un des paramètres du Tigris DTS System permet à chaque site de préciser une
fréquence de « série encadrée de témoins » où des jeux de témoins supplémentaires
peuvent être placés à des intervalles définis dans la liste de travail. Si ce paramètre
est précisé, le Tigris DTS System exigera de placer un jeu de témoins après le
nombre défini d’échantillons de la série encadrée de témoins. Le Tigris DTS System
évalue automatiquement chacun des témoins de la liste de travail en fonction des
critères ci-dessus et invalide tous les échantillons dans la ou les séries encadrées de
témoins concernées si les critères de témoin ne sont pas satisfaits. Consulter le
Manuel de l’utilisateur du Tigris DTS System (Tigris DTS System Operator’s Manual )
pour de plus amples renseignements.
5. Les témoins négatifs peuvent se révéler inefficaces pour surveiller la contamination
aléatoire de transfert. Voir Rendement analytique du Tigris DTS System pour
consulter les résultats d’une étude analytique sur la contamination de transfert avec
une valeur cible élevée qui a été effectuée pour démontrer le contrôle de la
contamination de transfert sur le Tigris DTS System. Voir Rendement analytique du
Panther System pour consulter les résultats d’une étude analytique sur la
contamination de transfert avec une valeur cible élevée qui a été effectuée pour
démontrer le contrôle de la contamination de transfert sur le Panther System.
C. Témoin de la préparation des échantillons (facultatif)
Le contrôle négatif Aptima pour GC, portant l’étiquette « CONTROL + CT PCT /
CONTROL – GC NGC » et le contrôle positif Aptima pour GC, portant l’étiquette
« CONTROL + GC PGC / CONTROL – CT NCT » servent de contrôle pour les étapes de
capture de cible, d’amplification et de détection du test et doivent être inclus dans chaque
série du test. Si on le souhaite, des témoins de la lyse cellulaire et de la stabilisation du
RNA peuvent être testés conformément aux recommandations ou aux exigences des
organismes d’accréditation concernés, ou encore selon les procédures particulières du
laboratoire. Les échantillons positifs connus peuvent servir de témoins s’ils sont préparés
et testés avec des échantillons inconnus. Les échantillons utilisés comme témoins de la
préparation doivent être conservés, manipulés et testés conformément à la notice de test.
Test Aptima Neisseria gonorrhoeae
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502486FC Rev. 005
Aptima
Interprétation des tests – CQ/Résultats patients
™
Les témoins de la préparation des échantillons doivent être interprétés de la même
manière que celle recommandée pour les échantillons de patients. Voir Interprétation des
tests – CQ/Résultats patients, Résultats des tests de patients.
D. Résultats des tests de patients
1. Si les témoins utilisés lors d’une série ne donnent pas les résultats attendus, les
résultats des tests des échantillons des patients faisant partie de la même série ne
doivent pas être validés.
2. Résultats des échantillons sur écouvillon, d’urine et de frottis en milieu liquide
PreservCyt. Voir Remarques ci-dessous.
a. Résultats initiaux
GC Pos.*
Positif pour le rRNA de GC.
GC Nég.
Présumé négatif pour le rRNA de GC.
GC Équiv.
L’échantillon devra être testé à nouveau.
Invalide
L’échantillon devra être testé à nouveau.
b. Résultats après nouvelle analyse
GC Pos.*
Positif pour le rRNA de GC.
GC Nég.
Présumé négatif pour le rRNA de GC.
GC Équiv.
Indéterminé, un nouvel échantillon devra être collecté.
Invalide
Indéterminé, un nouvel échantillon devra être collecté.
* Les résultats des échantillons à valeur de RLU faiblement positive sont inclus dans cette catégorie. Voir
Interprétation des tests – CQ/Résultats patients ci-dessus.
Remarques
• Le premier résultat valide et non équivoque pour chaque analyte est celui qui doit être
validé.
• Il est conseillé de considérer attentivement les données de performance pour interpréter
les résultats du test GC Aptima pour les individus asymptomatiques ou tout individu
venant d’une population à faible prévalence d’infection.
• Un résultat négatif n’exclut pas la présence d’une infection à GC étant donné que la
qualité des résultats dépend de la collecte des échantillons, de l’absence d’inhibiteurs,
et de l’obtention d’une quantité de rRNA suffisante pour être détectée. Les résultats des
tests peuvent être influencés par une collecte inadéquate des échantillons, une
mauvaise conservation des échantillons, une erreur technique, une confusion entre
échantillons ou un taux de cible inférieur au seuil de détection du test.
• Le test d’un échantillon endocervical est recommandé pour les patientes chez qui
l’examen clinique indique une infection à Chlamydia ou gonococcique. Si un échantillon
pour frottis cervical et un échantillon endocervical sur écouvillon sont collectés,
l’échantillon de frottis en milieu liquide PreservCyt doit être collecté avant l’échantillon
endocervical sur écouvillon.
Test Aptima Neisseria gonorrhoeae
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502486FC Rev. 005
Aptima
Limites
™
Limites
A. L’utilisation de ce test est réservée au personnel ayant été formé à la procédure. Le nonrespect des instructions figurant dans cette notice peut donner lieu à des résultats erronés.
B. Les effets de l’utilisation de tampons hygiéniques, de toilettes vaginales, et l’impact des
variables de la collecte des échantillons n’ont pas été évalués pour la détection de GC.
C. La présence de mucus dans les échantillons endocervicaux n’interfère pas avec la
détection de GC par le test GC Aptima. Toutefois, pour assurer un échantillonnage
endocervical correct, l’excès de mucus doit être retiré.
D. L’échantillonnage des échantillons d’urine, vaginaux sur écouvillon et de frottis en milieu
liquide PreservCyt n’est pas destiné à remplacer les examens cervicaux et les
échantillons endocervicaux dans le diagnostic des infections urogénitales chez la femme.
Les patientes peuvent souffrir d’une cervicite, d’une urétrite, d’une infection urinaire ou
d’une infection vaginale dues à d’autres causes ou à des infections parallèles par
d’autres agents.
E. Le test GC Aptima n’est pas prévu pour l’évaluation d’abus sexuels présumés ou à
d’autres fins médico-légales. Pour les patients chez qui des résultats faussement positifs
peuvent avoir un effet psychosocial néfaste, les CDC recommandent d’effectuer un
nouveau test avec une autre méthode (1).
F. La fiabilité des résultats dépend de la qualité de la collecte des échantillons. Étant donné
que le système de transport utilisé pour ce test ne permet pas l’évaluation microscopique
de la qualité des échantillons, il est nécessaire que les cliniciens soient formés aux
techniques de collecte d’échantillons appropriées. Consulter la notice du kit de collecte
d’échantillons Aptima correspondant.
G. L’échec ou la réussite d’une thérapie ne peut être déterminé par le test GC Aptima étant
donné que les acides nucléiques peuvent persister après une thérapie antimicrobienne
appropriée.
H. Les résultats du test GC Aptima doivent être interprétés en conjonction avec les autres
données de laboratoire et cliniques dont dispose le clinicien.
I.
Un résultat négatif n’exclut pas une éventuelle infection étant donné que les résultats
dépendent de la qualité de la collecte de l’échantillon. Les résultats des tests peuvent
être influencés par une collecte inadéquate des échantillons, une mauvaise conservation
des échantillons, une erreur technique, une confusion entre échantillons ou un taux de
cible inférieur au seuil de détection du test.
J. Le test GC Aptima fournit des résultats qualitatifs. Il n’est donc pas possible d’établir une
corrélation entre l’intensité d’un signal de test positif et le nombre d’organismes dans un
échantillon.
K. Concernant les études cliniques des échantillons vaginaux, endocervicaux et urétraux
masculins sur écouvillon, et des échantillons d’urine, le rendement de la détection de GC
est obtenu parmi des populations à prévalence d’infections élevée. Des résultats positifs
dans des populations à faible prévalence doivent être interprétés avec prudence sachant
qu’il est plus probable d’obtenir un résultat faussement positif que vraiment positif.
L. Concernant les études cliniques des échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt,
la performance du test GC Aptima dans la détection de GC provient essentiellement de
Test Aptima Neisseria gonorrhoeae
41
502486FC Rev. 005
Aptima
Limites
™
populations à faible prévalence d’infection. Néanmoins, des résultats positifs dans des
populations à faible prévalence doivent être interprétés avec prudence sachant qu’il est
plus probable d’obtenir un résultat faussement positif que vraiment positif.
M. Le rendement du kit de transfert d’échantillons Aptima n’a pas été évalué pour tester le
même échantillon de frottis en milieu liquide PreservCyt avant et après le traitement du
frottis avec le système ThinPrep.
N. Les échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt traités avec des instruments, autre que
le processeur ThinPrep 2000, n’ont pas été évalués pour être utilisé avec les tests Aptima.
O. Les échantillons collectés par la patiente à l’aide d’un écouvillon vaginal offrent une option
de dépistage chez les femmes lorsqu’un examen pelvien n’est pas autrement indiqué.
P. L’utilisation d’échantillons collectés par la patiente à l’aide d’un écouvillon vaginal est
réservée aux centres de soins de santé où des conseils et du soutien sont offerts pour
expliquer les procédures et les précautions d’emploi.
Q. Le test GC Aptima n’a pas été validé pour être utilisé avec des échantillons collectés par
la patiente à l’aide d’un écouvillon vaginal à domicile.
R. Le rendement du test Aptima GC n’a pas été évalué chez les adolescents de moins de
15 ans.
S. Le test des échantillons urétraux sur écouvillon collectés sur des sujets masculins
asymptomatiques n’est pas recommandé en raison du faible coefficient de prévision d’un
résultat positif observé dans l’étude clinique.
T. Le rendement du Tigris DTS System n’a pas été déterminé à une altitude supérieure à
2 240 mètres. Des vérifications volumétriques ainsi que des études spécifiques au test
supplémentaires seront effectuées avant le processus d’installation et d’acceptation ou
dans le cadre de ce processus, pour les laboratoires situés à une altitude supérieure à
2 240 mètres.
U. Le rendement du Panther System n’a pas été déterminé à une altitude supérieure à
2 000 mètres.
V. Il ne semble pas y avoir de dégradation des acides nucléiques dans la solution
PreservCyt. Si un échantillon de frottis en milieu liquide PreservCyt contient une faible
quantité de matériel cellulaire de GC, il peut se produire une distribution irrégulière de ce
matériel cellulaire. De même, lorsqu’on le compare à l’échantillonnage direct avec le
milieu de transport d’échantillons Aptima, le volume additionnel de la solution PreservCyt
donne une dilution plus importante du matériel échantillonné. Ces facteurs peuvent
influencer la capacité à détecter une petite quantité d’organismes dans le matériel
collecté. Si les résultats négatifs de l’échantillon ne correspondent pas à l’impression
clinique, il pourrait être nécessaire d’utiliser un nouvel échantillon.
W. Les clients doivent valider indépendamment un processus de transfert LIS.
Test Aptima Neisseria gonorrhoeae
42
502486FC Rev. 005
Aptima
Résultats des études cliniques
™
Résultats des études cliniques
Les caractéristiques de performance du test GC Aptima ont été établies au cours de deux
investigations cliniques réalisées en Amérique du Nord. La première investigation clinique a
établi la sensibilité, la spécificité et les valeurs prédictives du test GC Aptima en utilisant des
échantillons endocervicaux, vaginaux et urétraux masculins collectés par un clinicien à l’aide
d’un écouvillon, des échantillons collectés par la patiente à l’aide d’un écouvillon vaginal, et
des échantillons d’urine masculins et féminins. Elle a aussi évalué la précision du test GC
Aptima dans des conditions de réalisation conformes aux directives NCCLS (12). La seconde
investigation clinique a établi la sensibilité, la spécificité et les valeurs prédictives du test GC
Aptima en utilisant le milieu de transport PreservCyt (composant du système ThinPrep 2000).
Les échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt ont été également évalués pour leur
précision en laboratoire avec le test GC Aptima.
Test Aptima Neisseria gonorrhoeae
43
502486FC Rev. 005
Aptima
Valeurs attendues pour les DTS Systems
™
Valeurs attendues pour les DTS Systems
Prévalence
La prévalence d’infections à GC dans les populations de patients dépend des facteurs de
risque tels que l’âge, le sexe, la présence de symptômes, le type de clinique et la méthode
de test. Un résumé de la prévalence de GC en Amérique du Nord, par type d’échantillon et
selon les déterminations du test GC Aptima, figure dans le Tableaux 1 et le 1a pour deux
investigations cliniques. Consulter les sections Étude clinique des échantillons endocervicaux
sur écouvillon, urétraux masculins sur écouvillon, vaginaux sur écouvillon et d’urine et Étude
clinique des échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt de la section Rendement du
test avec les DTS Systems pour obtenir une description des caractéristiques de performance
clinique des échantillons.
Tableau 1 : Prévalence de N. gonorrhoeae par site clinique et de manière globale selon les résultats obtenus
avec le test GC Aptima
% (nbre positifs/nbre testés)
Site
MS
MU
FS
FU
PVS
CVS
1
21,4
(54/252)
21,4
(54/252)
6,1
(14/229)
5,7
(13/230)
6,4
(14/219)
6,1
(14/230)
2
26,5
(93/351)
20,1
(71/354)
16,1
(32/199)
15,0
(30/200)
16,2
(32/198)
16,6
(33/199)
3
0,0
(0/4)
0,0
(0/4)
4,4
(5/114)
3,5
(4/113)
3,6
(4/111)
3,5
(4/113)
2,3
(6/266)
1,9
(5/270)
2,2
(6/267)
3,0
(8/269)
4
S.O.
S.O.
5
5,5
(11/200)
5,5
(11/200)
1,5
(3/199)
1,0
(2/199)
1,0
(2/199)
1,0
(2/199)
6
14,5
(44/304)
13,4
(41/305)
8,2
(24/294)
5,7
(17/296)
8,3
(24/290)
7,5
(22/295)
7
5,8
(12/207)
5,8
(12/207)
0,0
(0/102)
0,0
(0/102)
0,0
(0/102)
0,0
(0/102)
S.O.
2,0
(1/49)
2,0
(1/49)
2,1
(1/48)
2,0
(1/51)
(189/1322)
5,9 (85/1452)
8
S.O.
Tous
16,2
(214/1318)
14,3
4,9 (72/1459)
5,8 (83/1434)
5,8 (84/1458)
MS = Écouvillon urétral masculin; MU = Urine homme; FS = Écouvillon endocervical féminin; FU = Urine femme;
PVS = Écouvillon vaginal collecté par la patiente; CVS = Écouvillon vaginal collecté par un clinicien.
Tableau 1a : Prévalence de N. gonorrhoeae par site clinique et de manière globale selon les résultats obtenus
avec le test GC Aptima en utilisant les échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt
Site
% (nbre positifs/nbre testés)
1
5,0
(5/100)
2
0,8
(1/124)
3
0,8
(4/475)
4
1,4
(4/287)
5
0,0
(0/297)
6
0,5
(2/364)
Tous
1,0
(16/1647)
Test Aptima Neisseria gonorrhoeae
44
502486FC Rev. 005
Aptima
Valeurs attendues pour les DTS Systems
™
Valeurs prédictives positives et négatives des taux de prévalence hypothétiques en
Amérique du Nord
Les valeurs prédictives positives et négatives (PPV et NPV) estimées pour les différents taux
de prévalence hypothétiques en utilisant le test GC Aptima sont indiquées dans le Tableau 2.
Ces calculs sont basés sur la prévalence hypothétique d’une sensibilité et d’une spécificité
générales calculées d’après l’état d’infection des patients. Les sensibilité et spécificité
générales à GC ont été respectivement de 97,6 % et de 99,3 % (Tableau 2). Les PPV et NPV
réelles pour les échantillons endocervicaux, vaginaux et urétraux masculins collectés par des
cliniciens à l’aide d’un écouvillon, des échantillons collectés par la patiente à l’aide d’un
écouvillon vaginal, et des échantillons d’urine masculins et féminins sont indiquées dans le
Tableau 6 pour chaque site clinique et de manière globale. Les PPV et NPV réelles des
échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt sont indiquées dans le Tableau 6a.
Tableau 2 : Valeurs prédictives positives et négatives des taux de prévalence hypothétiques en Amérique du
Nord
Taux de prévalence
hypothétique (%)
Sensibilité (%)
Spécificité (%)
PPV (%)
NPV (%)
1
97,6
99,3
58,7
100,0
2
97,6
99,3
74,1
100,0
5
97,6
99,3
88,1
99,9
10
97,6
99,3
94,0
99,7
15
97,6
99,3
96,1
99,6
20
97,6
99,3
97,2
99,4
25
97,6
99,3
97,9
99,2
30
97,6
99,3
98,4
99,0
Distribution des RLU dans le test GC Aptima
La Figure 4 présente la distribution des RLU pour le test GC Aptima pour les types
d’échantillon suivants analysés lors de l’étude clinique : des échantillons endocervicaux,
vaginaux et urétraux masculins collectés par un clinicien à l’aide d’un écouvillon, et des
échantillons d’urine masculins et féminins collectés par les patients provenant de patients
symptomatiques; et des échantillons endocervicaux et vaginaux collectés par un clinicien à
l’aide d’un écouvillon, des échantillons vaginaux collectés par les patientes et des échantillons
d’urine masculins et féminins provenant de patients asymptomatiques. Le Tableau 3 résume
la distribution des RLU pour la totalité des résultats positifs et la totalité des résultats
négatifs, de même que les résultats faussement positifs et faussement négatifs concernant
l’état d’infection des patients pour ces types d’échantillon. Parmi certains types
d’échantillons, on note une tendance vers une proportion croissante de résultats vraiment
positifs lorsque les valeurs de RLU augmentent.
Test Aptima Neisseria gonorrhoeae
45
502486FC Rev. 005
Aptima
Nombre d’événements
Valeurs attendues pour les DTS Systems
Négatif
Équivoque
™
Positive
RLU faiblement
positive
Figure 4. Fréquence de la distribution des RLU pour le test GC Aptima
Tableau 3 : Distribution des RLU dans le test GC Aptima
RLU (x 1000)
50 <100
100 <1000
1000 <2000
2000 <3000
3000 <4000
4000 <5000
5000<6000
≥6000
Total de
résultats
positifs
-
45
10
13
23
21
116
408
Total de
résultats
faussement
positifs
-
35
6
2
4
0
3
0
CVS
1
5
3
0
1
0
2
0
PVS
0
2
0
0
1
0
1
0
FS
2
12
1
0
0
0
0
0
MS
1
9
0
1
0
0
0
0
FU
0
2
0
0
1
0
0
0
MU
0
5
2
1
1
0
0
0
0<10
10 <20
20 <30
30 <40
40 <50
Total de
résultats
négatifs
6122
54
24
16
8
-
Total de
résultats
faussement
négatifs
7
2
1
2
1
-
CVS
2
0
0
0
0
-
PVS
0
0
0
0
0
-
FS
0
0
0
1
1
-
MS
0
1
0
0
0
-
FU
3
1
1
1
0
-
MU
2
0
0
0
0
-
CVS = Écouvillon vaginal collecté par un clinicien; PVS = Échantillon vaginal collecté par la patiente à l’aide d’un écouvillon
provenant de sujets asymptomatiques uniquement; FS = Écouvillon endocervical féminin; MS = Échantillon urétral masculin
collecté à l’aide d’un écouvillon provenant de sujets symptomatiques uniquement; FU = Urine femme; MU = Urine homme.
La colonne grisée indique une zone équivoque.
Test Aptima Neisseria gonorrhoeae
46
502486FC Rev. 005
Aptima
Rendement du test avec les DTS Systems
™
Rendement du test avec les DTS Systems
Consulter Concordance des échantillons cliniques pour le Tigris DTS System après le
chapitre Rendement analytique des DTS Systems pour connaître le rendement clinique
spécifique au Tigris DTS System.
Étude clinique des échantillons endocervicaux sur écouvillon, urétraux masculins
sur écouvillon, vaginaux sur écouvillon et d’urine
Des échantillons endocervicaux ou vaginaux féminins et urétraux masculins collectés par un
clinicien à l’aide d’un écouvillon, des échantillons collectés par la patiente à l’aide d’un
écouvillon vaginal et des échantillons d’urine masculins et féminins ont été collectés auprès
de 2 787 sujets masculins et féminins symptomatiques ou asymptomatiques ayant consulté
un gynécologue/obstétricien, une clinique de traitement des infections transmissibles
sexuellement (ITS) ou un centre pour adolescents ou de planification familiale dans huit sites
cliniques géographiquement distincts en Amérique du Nord. Les sujets ont été classés
symptomatiques si des symptômes tels que des pertes, une dysurie ou des douleurs pelviennes
ont été signalés par le sujet. Les sujets ont été classés asymptomatiques s’ils n’ont fait état
d’aucun symptôme. Sur les 1 392 sujets asymptomatiques inscrits à l’étude, 2 avaient moins
de 16 ans, 237 entre 16 et 20 ans, 423 entre 21 et 25 ans, et 730 avaient plus de 25 ans.
Sur les 1 395 sujets symptomatiques participant à l’étude, 211 avaient entre 16 et 20 ans,
494 entre 21 et 25 ans, et 690 avaient plus de 25 ans.
Trois échantillons ont été collectés auprès de chacun des 1 322 sujets masculins admissibles.
Cinq échantillons ont été collectés auprès de chacun des 1 465 sujets féminins admissibles.
Chez les sujets masculins, deux écouvillons urétraux aléatoires ont été collectés, suivis d’un
échantillon d’urine. Chez les sujets féminins, un échantillon d’urine a été collecté suivi par un
échantillon collecté par la patiente à l’aide d’un écouvillon vaginal, un échantillon collecté par
un clinicien à l’aide d’un écouvillon vaginal, et deux échantillons endocervicaux aléatoires sur
écouvillon. Les résultats du test GC et du test Aptima Combo 2 ont été générés pour les
deux échantillons vaginaux sur écouvillon, un échantillon endocervical sur écouvillon, un
échantillon urétral masculin sur écouvillon et une aliquote d’urine masculine et féminine. Les
écouvillons endocervicaux féminins et urétraux masculins restants ainsi qu’une aliquote
d’urine masculine et féminine ont été testés à l’aide d’un autre TAAN commercial. Les
échantillons endocervicaux féminins et urétraux masculins sur écouvillon et les échantillons
d’urine masculins et féminins testés à l’aide du test Aptima Combo 2 et de l’autre TAAN
commercial ont été utilisés comme TAAN de référence pour déterminer l’état d’infection de
chaque sujet. L’analyse des échantillons a été effectuée soit sur le site d’inscription des
sujets, soit dans un site d’analyse externe.
Tous les calculs de performance ont été basés sur le nombre total d’échantillons endocervicaux,
vaginaux et urétraux masculins collectés par un clinicien à l’aide d’un écouvillon, ainsi que
les échantillons d’urine masculins et féminins du test GC Aptima comparés à un algorithme
de l’état d’infection des patients pour chaque sexe. Dans l’algorithme, la désignation d’un
sujet comme étant infecté ou non infecté par GC était basée sur les résultats des
échantillons sur écouvillon ou d’urine du test Aptima Combo 2 disponible dans le commerce
ainsi que de l’autre TAAN disponible dans le commerce. Les sujets étaient considérés
infectés par GC si deux des quatre échantillons sur écouvillon et d’urine étaient positifs avec
le test Aptima Combo 2 et l’autre TAAN de référence (un échantillon testant positif dans
chaque TAAN). Les sujets étaient considérés non infectés si moins de deux résultats de
TAAN de référence étaient positifs. La culture n’a pas été utilisée comme test de référence.
Test Aptima Neisseria gonorrhoeae
47
502486FC Rev. 005
Aptima
Rendement du test avec les DTS Systems
™
Au total, 7 653 résultats de test GC Aptima ont été utilisés pour calculer la sensibilité et la
spécificité. La sensibilité et la spécificité à GC par sexe, type d’échantillon et état des
symptômes sont présentées dans le Tableau 4. Le Tableau 6 indique la sensibilité, la
spécificité et les valeurs prédictives du test GC Aptima selon l’état d’infection des patients
pour chaque site clinique et de manière globale. Tableaux 7a - 7e résument le nombre des
résultats de sujets symptomatiques et asymptomatiques désignés comme infectés ou non
infectés par GC, selon l’algorithme de l’état d’infection des patients.
Sur les 2 787 sujets participant à l’étude, 15 d’entre eux avaient un état d’infection à GC
inconnu. Les sujets ont été désignés comme ayant un état d’infection inconnu si des
résultats incomplets empêchaient de déterminer de manière concluante leur état d’infection.
Les résultats obtenus auprès de ces sujets n’ont pas été inclus dans les calculs de
rendement. Sur les 7 704 résultats de test GC Aptima, 22 échantillons (0,29 %) avaient
initialement donné des résultats de test invalides ou équivoques. Après avoir testé de
nouveau ces échantillons, 4 d’entre eux sont restés équivoques et ont été exclus des
analyses. Les 18 échantillons restants ont produit des résultats de test valides après avoir
été de nouveau testés et ont donc été utilisés dans les calculs de la performance clinique.
Tableau 4 : Sensibilité et spécificité du test GC Aptima selon l’état d’infection des patients par état des
symptômes et dans l’ensemble pour les échantillons urétraux masculins sur écouvillon, les échantillons d’urine
masculins, les échantillons endocervicaux féminins sur écouvillon, les échantillons d’urine féminins, les
échantillons vaginaux collectés à l’aide d’un écouvillon par des patientes asymptomatiques et les échantillons
vaginaux collectés à l’aide d’un écouvillon par des cliniciens
Échantillon
Écouvillon
Homme
Urine
Écouvillon
État des
symptômes
N
TP
FP
TN
FN
Symptomatique
575
171
10a
393
1
99,4
(96,8 - 100)
97,5
(95,5 - 98,8)
Symptomatique
576
171
4b
400
1
99,4
(96,8 - 100)
99,0
(97,5 - 99,7)
Asymptomatique
745
9
c
5
730
1
90,0
(55,5 - 99,7)
99,3
(98,4 - 99,8)
Tous
1321
180
d
9
1130
2
98,9
(96,1 - 99,9)
99,2
(98,5 - 99,6)
Symptomatique
805
52
8e
744
1
98,1
(89,9 - 100)
98,9
(97,9 - 99,5)
Asymptomatique
635
20
5
Tous
1440
72
13
Symptomatique
810
48
2h
Asymptomatique
639
21
Tous
1449
69
Asymptomatique
629
Symptomatique
Sensibilité (IC à 95 %)
Spécificité (IC à 95 %)
609
1
95,2
(76,2 - 99,9)
99,2
(98,1 - 99,7)
1353
2
97,3
(90,6 - 99,7)
99,0
(98,4 - 99,5)
755
5
90,6
(79,3 - 96,9)
99,7
(99,0 - 100)
1
616
1
95,5
(77,2 - 99,9)
99,8
(99,1 - 100)
3j
1371
6
92,0
(83,4 - 97,0)
99,8
(99,4 - 100)
21
4k
604
0
100
(83,9 - 100)
99,3
(98,3 - 99,8)
809
52
7l
749
1
98,1
(89,9 - 100)
99,1
(98,1 - 99,6)
Asymptomatique
637
21
4
611
1
95,5
(77,2 - 99,9)
99,3
(98,3 - 99,8)
Tous
1446
73
11
1360
2
97,3
(90,7 - 99,7)
99,2
(98,6 - 99,6)
f
g
Femme
Urine
Collecté
par la
patiente
Écouvillon
Collecté
par un
clinicien
Écouvillon
i
m
n
TP = vrai positif; FP = faux positif; TN = vrai négatif; FN = faux négatif.
Résultats du test GC Aptima Combo 2 : nbre résultats positifs / nbre d’échantillons testés a : 2/10 b : 1/4 c : 1/5 d : 2/9
e : 5/8 f : 2/5 g : 7/13 h : 1/2 i : 1/1 j : 2/3 k : 3/4 l : 6/7 m : 3/4 n : 9/11.
Test Aptima Neisseria gonorrhoeae
48
502486FC Rev. 005
Aptima
Rendement du test avec les DTS Systems
™
Étude clinique des échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt
Une étude clinique prospective multicentrique a été effectuée pour évaluer l’utilisation du
milieu de transport PreservCyt (un composant du système ThinPrep 2000) comme milieu de
remplacement pour les échantillons gynécologiques dans la détection de N. gonorrhoeae par
le test GC Aptima. Mille six-cent quarante-sept (1 647) femmes symptomatiques et
asymptomatiques se rendant chez des gynécologues/obstétriciens, des dispensaires et des
cliniques pour femmes et pour ITS ont été évaluées lors de l’étude clinique. Sur ces sujets,
1 288 étaient des sujets asymptomatiques et 359 des sujets symptomatiques (Tableau 7e).
Les sujets qui ont été inscrits provenaient de sites où la prévalence de GC s’échelonnait
entre 0,0 % et 5,0 % (Tableau 6a).
Deux échantillons ont été collectés pour chaque sujet éligible : un échantillon de frottis en
milieu liquide PreservCyt et un échantillon endocervical sur écouvillon. Les échantillons de
frottis en milieu liquide PreservCyt ont été collectés au moyen d’une spatule/cytobrosse ou
d’un dispositif d’échantillonnage cervical en brosse de type balai. La distribution des dispositifs
d’échantillonnage cervical est résumée au Tableau 5 par site de collecte d’échantillons et de
manière globale.
Les échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt ont été traités conformément au
Manuel de l’utilisateur du processeur ThinPrep 2000 et à la notice du test du kit de transfert
d’échantillons Aptima. Après traitement de l’échantillon de frottis en milieu liquide PreservCyt
avec le processus ThinPrep 2000, l’échantillon a été transféré dans le kit de transfert
d’échantillons Aptima avec le test GC Aptima.
La sensibilité et la spécificité du test GC Aptima avec les échantillons de frottis en milieu
liquide PreservCyt ont été calculées en comparant les résultats à l’état d’infection des
patients. L’algorithme comprenait les résultats du test Aptima Combo 2 et du test GC Aptima
pour les échantillons endocervicaux sur écouvillon. Les deux TAAN de référence devaient
être positifs pour établir l’infection d’une patiente. Au moins un TAAN de référence devait
être négatif pour établir que la patiente n’était pas infectée. Le résultat équivoque obtenu
avec un TAAN de référence a été considéré discordant avec le test d’investigation dans le
calcul de la performance, et l’état d’infection du patient a donc été classé comme non infecté
(n=1). Le Tableau 7e résume la fréquence des résultats du test pour les échantillons
endocervicaux sur écouvillon testés avec le test Aptima Combo 2 et le test GC Aptima.
Le Tableau 5a indique les sensibilités et spécificités du test GC Aptima par état des
symptômes et de manière globale. La sensibilité générale était de 92,3 % (12/13). Chez les
sujets symptomatiques et asymptomatiques, les sensibilités étaient respectivement de 100 %
(7/7) et 83,3 % (5/6). La spécificité générale était de 99,8 % (1630/1634). Chez les sujets
symptomatiques et asymptomatiques, les spécificités étaient respectivement de 99,4 %
(350/352) et 99,8 % (1280/1282).
Le Tableau 6a indique les sensibilités et spécificités du test GC Aptima par site de collecte
d’échantillons et de manière globale. Les sensibilités s’échelonnaient de 80,0 % à 100 %.
Les spécificités s’échelonnaient de 99,0 % à 100 %.
Tableau 5 : Distribution du dispositif d’échantillonnage cervical utilisé pour les échantillons de frottis en milieu
liquide PreservCyt
Site clinique de collecte
Dispositif d’échantillonnage cervical
utilisé
1
2
3
4
5
6
Spatule/cytobrosse
0
124
475
287
57
364
1307
Dispositif endocervical de type balai
100
0
0
0
240
0
340
Test Aptima Neisseria gonorrhoeae
49
Total
502486FC Rev. 005
Aptima
Rendement du test avec les DTS Systems
™
Tableau 5a : Sensibilité et spécificité du test GC Aptima comparées à l’état d’infection des patients par état des
symptômes et dans l’ensemble pour les échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt
État des
symptômes
Symptomatique
Asymptomatique
Tous
Résultats GC Aptima de
la solution PreservCyt
+/+
+/-
-/+
-/-
Positif
7
0
0
2
Négatif
0
0
0
350
Total
7
0
0
352
Positif
5
0
11
1
Négatif
1
0
5
1275
Total
6
0
6
1276
Positif
12
0
1
3
Négatif
1
0
5
1625
Total
13
0
6
1628
Sensibilité (%)
(IC à 95 %)
Spécificité (%)
(IC à 95 %)
100 (7/7)
(59,0 - 100)
99,4 (350/352)
(98,0 - 99,9)
83,3 (5/6)
(35,9 - 99,6)
99,8 (1280/1282)
(99,4 - 100)
92,3 (12/13)
(64,0 - 99,8)
99,8 (1630/1634)
(99,4 - 99,9)
+/+ = Résultat positif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test Aptima Combo 2 / Résultat positif d’échantillon
endocervical sur écouvillon avec le test GC Aptima.
+/- = Résultat positif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test Aptima Combo 2 / Résultat négatif d’échantillon
endocervical sur écouvillon avec le test GC Aptima.
-/+ = Résultat négatif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test Aptima Combo 2 / Résultat positif d’échantillon
endocervical sur écouvillon avec le test GC Aptima.
-/- = Résultat négatif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test Aptima Combo 2 / Résultat négatif d’échantillon
endocervical sur écouvillon avec le test GC Aptima.
1
Un échantillon a donné un résultat discordant : Résultat équivoque d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test
Aptima Combo 2 / Résultat positif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test GC Aptima.
Test Aptima Neisseria gonorrhoeae
50
502486FC Rev. 005
Aptima
Rendement du test avec les DTS Systems
™
Tableau 6 : Sensibilité, spécificité et valeurs prédictives du test GC Aptima selon l’état d’infection des patients
par site clinique et de manière globale pour les échantillons urétraux masculins sur écouvillon, les échantillons
d’urine masculins, les échantillons endocervicaux féminins sur écouvillon, les échantillons d’urine féminins, les
échantillons vaginaux collectés à l’aide d’un écouvillon par des patientes asymptomatiques et les échantillons
vaginaux collectés à l’aide d’un écouvillon par des cliniciens
Échantillon
Écouvillon
Urine
96
0
33,8
100
(92,7 - 100)
100
(96,2 - 100)
100
100
8
102
1
37,9
98,5
(92,0 - 100)
92,7
(86,2 - 96,8)
89,2
99,0
S.O.
S.O.
S.O.
S.O.
S.O.
S.O.
S.O.
S.O.
1
145
49
2
177
66
3
S.O. S.O. S.O. S.O. S.O. S.O.
4
S.O. S.O. S.O. S.O. S.O. S.O.
Sensibilité
(IC à 95 %)
Spécificité
(IC à 95 %)
PPV
(%)
NPV
(%)
5
49
7
1
41
0
14,3
100
(59,0 - 100)
97,6
(87,4 - 99,9)
87,5
100
6
150
37
1
112
0
24,7
100
(90,5 - 100)
99,1
(95,2 - 100)
97,4
100
7
54
12
0
42
0
22,2
100
(73,5 - 100)
100
(91,6 - 100)
100
100
S.O.
S.O.
S.O.
(95,5 - 98,8)
94,5
99,7
S.O. S.O. S.O. S.O. S.O. S.O.
Tous
575
171
10
393
1
29,9
1
252
53
1
198
0
21,0
2
353
68
3
280
2
19,8
4
0
0
4
0
0,0
S.O.
99,4
(96,8 - 100)
97,5
100
(93,3 - 100)
99,5
(97,2 - 100)
98,1
100
97,1
(90,1 - 99,7)
98,9
(96,9 - 99,8)
95,8
99,3
S.O.
100
(39,8 - 100)
4
S.O. S.O. S.O. S.O. S.O. S.O.
5
200
8
3
189
0
4,0
100
(63,1 - 100)
6
305
39
2
264
0
12,8
100
(91,0 - 100)
7
207
12
0
195
0
5,8
100
(73,5 - 100)
8
S.O. S.O. S.O. S.O. S.O. S.O.
S.O.
100
S.O.
S.O.
S.O.
98,4
(95,5 - 99,7)
72,7
100
99,2
(97,3 - 99,9)
95,1
100
100
(98,1 - 100)
100
100
S.O.
S.O.
S.O.
S.O.
9
1130
2
13,8
98,9
S.O.
(96,1 - 99,9)
99,2
(98,5 - 99,6)
95,2
99,8
1
226
12
2
212
0
5,3
100
(73,5 - 100)
99,1
(96,7 - 99,9)
85,7
100
2
197
29
3
164
1
15,2
96,7
(82,8 - 99,9)
98,2
(94,8 - 99,6)
90,6
99,4
3
114
4
1
109
0
3,5
100
(39,8 - 100)
99,1
(95,0 - 100)
80,0
100
4
260
5
1
254
0
1,9
100
(47,8 - 100)
99,6
(97,8 - 100)
83,3
100
5
199
2
1
196
0
1,0
100
(15,8 - 100)
99,5
(97,2 - 100)
66,7
100
6
294
19
5
269
1
6,8
95,0
(75,1 - 99,9)
98,2
(95,8 - 99,4)
79,2
99,6
7
102
0
0
102
0
0,0
S.O.
100
(96,4 - 100)
S.O.
100
8
48
Tous 1440
Femme
0
FP
Tous 1321 180
Écouvillon
Prév.
(%)
TP
3
Urine
FN
N
8
Homme
TN
Site
1
0
47
0
2,1
100
(2,5 - 100)
100
(92,5 - 100)
100
100
72
13
1353
2
5,1
97,3
(90,6 - 99,7)
99,0
(98,4 - 99,5)
84,7
99,9
1
227
11
2
213
1
5,3
91,7
(61,5 - 99,8)
99,1
(96,7 - 99,9)
84,6
99,5
2
198
30
0
167
1
15,7
96,8
(83,3 - 99,9)
100
(97,8 - 100)
100
99,4
3
113
4
0
109
0
3,5
100
(39,8 - 100)
100
(96,7 - 100)
100
100
4
265
5
0
260
0
1,9
100
(47,8 - 100)
100
(98,6 - 100)
100
100
5
199
2
0
197
0
1,0
100
(15,8 - 100)
100
(98,1 - 100)
100
100
6
296
16
1
275
4
6,8
80,0
(56,3 - 94,3)
99,6
(98,0 - 100)
94,1
98,6
7
102
0
0
102
0
0,0
S.O.
100
(96,4 - 100)
S.O.
100
8
49
1
0
48
0
2,0
100
(2,5 - 100)
100
(92,6 - 100)
100
100
69
3
1371
6
5,2
92,0
(83,4 - 97,0)
99,8
(99,4 - 100)
95,8
99,6
Tous 1449
Test Aptima Neisseria gonorrhoeae
51
502486FC Rev. 005
Aptima
Rendement du test avec les DTS Systems
™
Tableau 6 : Sensibilité, spécificité et valeurs prédictives du test GC Aptima selon l’état d’infection des patients
par site clinique et de manière globale pour les échantillons urétraux masculins sur écouvillon, les échantillons
d’urine masculins, les échantillons endocervicaux féminins sur écouvillon, les échantillons d’urine féminins, les
échantillons vaginaux collectés à l’aide d’un écouvillon par des patientes asymptomatiques et les échantillons
vaginaux collectés à l’aide d’un écouvillon par des cliniciens (suite)
Échantillon
Collecté
par la
patiente
Collecté
par un
clinicien
Écouvillon
(Asymptomatique)
Écouvillon
Site
N
TP
FP
TN
FN
Prév.
(%)
Sensibilité
(IC à 95 %)
Spécificité
(IC à 95 %)
PPV
(%)
NPV
(%)
1
70
5
1
64
0
7,1
100
(47,8 - 100)
98,5
(91,7 - 100)
83,3
100
2
46
7
1
38
0
15,2
100
(59,0 - 100)
97,4
(86,5 - 99,9)
87,5
100
3
45
2
0
43
0
4,4
100
(15,8 - 100)
100
(91,8 - 100)
100
100
4
152
1
0
151
0
0,7
100
(2,5 - 100)
100
(97,6 - 100)
100
100
5
130
1
0
129
0
0,8
100
(2,5 - 100)
100
(97,2 - 100)
100
100
6
75
5
2
68
0
6,7
100
(47,8 - 100)
97,1
(90,1 - 99,7)
71,4
100
7
68
0
0
68
0
0,0
S.O.
100
(94,7 - 100)
S.O.
100
S.O.
8
43
0
0
43
0
0,0
100
(91,8 - 100)
S.O.
100
Tous
629
21
4
604
0
3,3
100
(83,9 - 100)
99,3
(98,3 - 99,8)
84,0
100
1
227
12
2
213
0
5,3
100
(73,5 - 100)
99,1
(96,7 - 99,9)
85,7
100
2
197
30
3
163
1
15,7
96,8
(83,3 - 99,9)
98,2
(94,8 - 99,6)
90,9
99,4
3
113
4
0
109
0
3,5
100
(39,8 - 100)
100
(96,7 - 100)
100
100
4
263
5
3
255
0
1,9
100
(47,8 - 100)
98,8
(96,6 - 99,8)
62,5
100
5
199
2
0
197
0
1,0
100
(15,8 - 100)
100
(98,1 - 100)
100
100
6
295
19
3
272
1
6,8
95,0
(75,1 - 99,9)
98,9
(96,8 - 99,8)
86,4
99,6
7
102
0
0
102
0
0,0
S.O.
100
(96,4 - 100)
S.O.
100
8
50
1
0
49
0
2,0
100
(2,5 - 100)
100
(92,7 - 100)
100
100
73
11
1360
2
5,2
97,3
(90,7 - 99,7)
99,2
(98,6 - 99,6)
86,9
99,9
Tous 1446
TP = vrai positif; FP = faux positif; TN = vrai négatif; FN = faux négatif.
Test Aptima Neisseria gonorrhoeae
52
502486FC Rev. 005
Aptima
Rendement du test avec les DTS Systems
™
Tableau 6a : Sensibilité, spécificité et valeurs prédictives du test GC Aptima selon l’état d’infection des patients
par site clinique et de manière globale pour les échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt
Site
1
2
3
4
5
6
TOUS
GC Aptima
PreservCyt
Résultat de la
solution
+/+
+/-
-/+
-/-
Positif
5
0
0
0
Négatif
0
0
0
95
Total
5
0
0
95
Positif
1
0
0
0
Négatif
0
0
0
123
Total
1
0
0
123
Positif
4
0
0
0
Négatif
1
0
0
470
Total
5
0
0
470
Positif
1
0
0
3
Négatif
0
0
3
280
Total
1
0
3
283
Positif
0
0
0
0
Négatif
0
0
0
297
Total
0
0
0
297
Positif
1
0
11
0
Négatif
0
0
2
360
Total
1
0
3
360
Positif
12
0
1
3
Négatif
1
0
5
1625
Total
13
0
6
1628
Prév.
(%)
Sensibilité (%)
(IC à 95 %)
Spécificité (%)
(IC à 95 %)
PPV (%)
NPV (%)
5,0
100 (5/5)
(47,8 - 100)
100 (95/95)
(96,2 - 100)
100
100
0,8
100 (1/1)
(2,5 - 100)
100 (123/123)
(97,0 - 100)
100
100
1,1
80,0 (4/5)
(28,4 - 99,5)
100 (470/470)
(99,2 - 100)
100
99,8
0,3
100 (1/1)
(2,5 - 100)
99,0 (283/286)
(97,0 - 99,8)
25,0
100
0,0
S.O.
100 (297/297)
(98,8 - 100)
S.O.
100
0,3
100 (1/1)
(2,5 - 100)
99,7 (362/363)
(98,5 - 100)
50,0
100
0,8
92,3 (12/13)
(64,0 - 99,8)
99,8 (1630/1634)
(99,4 - 99,9)
75,0
99,9
S.O. = sans objet.
+/+ = Résultat positif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test Aptima Combo 2 / Résultat positif d’échantillon
endocervical sur écouvillon avec le test GC Aptima.
+/- = Résultat positif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test Aptima Combo 2 / Résultat négatif d’échantillon
endocervical sur écouvillon avec le test GC Aptima.
-/+ = Résultat négatif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test Aptima Combo 2 / Résultat positif d’échantillon
endocervical sur écouvillon avec le test GC Aptima.
-/- = Résultat négatif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test Aptima Combo 2 / Résultat négatif d’échantillon
endocervical sur écouvillon avec le test GC Aptima.
1
Un résultat discordant a été obtenu pour un échantillon : un résultat équivoque pour l’échantillon endocervical sur écouvillon
avec le test Aptima Combo 2 et un résultat positif avec le test GC Aptima.
Test Aptima Neisseria gonorrhoeae
53
502486FC Rev. 005
Aptima
Rendement du test avec les DTS Systems
™
Tableau 7a : Résultats des échantillons urétraux masculins collectés à l’aide d’un écouvillon chez des sujets
symptomatiques infectés ou non infectés par N. gonorrhoeae selon l’état d’infection des patients
État d’infection
de la patiente
Infectée
TAAN 1
(Test Aptima Combo 2)
TAAN 2
Test GC Aptima
Total
MS
MU
MS
MU
MS
+
+
+
+
+
164
Infectée
+
+
+
+
-
1
Infectée
+
+
+
-
+
3
Infectée
+
+
=
+
+
1
Infectée
+
-
+
+
+
2
Infectée
+
-
+
-
+
1
Non infecté
+
-
-
-
+
2
Non infecté
+
-
-
-
-
1
Non infecté
-
+
-
-
+
1
Non infecté
-
-
+
-
-
1
Non infecté
-
-
-
+
-
2
Non infecté
-
-
-
-
+
3
Non infecté
-
-
-
-
+
2
Non infecté
-
-
-
-
-
386
Non infecté
-
-
-
-
=
1
Non infecté
-
-
-
S.O.
-
1
Non infecté
-
-
-
=
-
1
Non infecté
-
-
=
-
-
1
Non infecté
=
-
-
-
+
2
Total
576
S.O. = Échantillon non obtenu ou non disponible pour un test. Le symbole « égal » (=) indique des résultats
équivoques ou indéterminés après une nouvelle analyse. MS = Échantillon urétral masculin collecté à l’aide
d’un écouvillon chez un sujet symptomatique; MU = Urine homme.
Test Aptima Neisseria gonorrhoeae
54
502486FC Rev. 005
Aptima
Rendement du test avec les DTS Systems
™
Tableau 7b : Résultats des échantillons d’urine masculins collectés chez des sujets infectés ou non infectés
par N. gonorrhoeae selon l’état d’infection des patients
État
d’infection
de la patiente
Infectée
TAAN 1
(Test Aptima Combo 2)
TAAN 2
Test GC Aptima
État des
symptômes
MS
MU
MS
MU
MU
Sympt.
Asympt.
+
+
+
+
+
164
8
Total
172
Infectée
+
+
+
+
+
1
0
1
Infectée
+
+
+
-
+
3
1
4
Infectée
+
+
=
+
+
1
0
1
Infectée
+
-
+
+
+
2
0
2
Infectée
+
-
+
-
-
1
1
2
Non infecté
+
+
-
-
+
0
1
1
Non infecté
+
-
-
-
-
2
13
15
Non infecté
+
-
-
-
-
1
0
1
Non infecté
-
+
-
-
+
1
0
1
Non infecté
-
+
-
-
-
0
1
1
Non infecté
-
-
+
-
-
1
1
2
Non infecté
-
-
-
+
-
2
2
4
Non infecté
-
-
-
-
+
3
1
4
Non infecté
-
-
-
-
-
2
1
3
Non infecté
-
-
-
-
+
0
3
3
Non infecté
-
-
-
-
-
386
691
1077
Non infecté
-
-
-
-
-
1
2
3
Non infecté
-
-
-
S.O.
-
1
4
5
Non infecté
-
-
-
=
-
1
4
5
Non infecté
-
-
=
-
-
1
1
2
Non infecté
-
=
-
-
-
0
1
1
Non infecté
S.O.
-
-
-
-
0
1
1
Non infecté
=
-
-
-
-
2
6
8
Non infecté
=
-
-
-
-
0
2
2
576
745
1321
Total
Sympt. = Symptomatique; Asympt. = Asymptomatique. S.O. = Échantillon non obtenu ou non disponible pour un test. Le
symbole « égal » (=) indique des résultats équivoques ou indéterminés après une nouvelle analyse. MS = Écouvillon urétral
masculin; MU = Urine homme.
Test Aptima Neisseria gonorrhoeae
55
502486FC Rev. 005
Aptima
Rendement du test avec les DTS Systems
™
Tableau 7c : Résultats des échantillons endocervicaux féminins sur écouvillon et des échantillons d’urine
féminins chez des sujets infectés ou non infectés par N. gonorrhoeae selon l’état d’infection des patients
État
d’infection
de la patiente
Infectée
TAAN 1
(Test Aptima Combo 2)
TAAN 2
Test GC Aptima
État des
symptômes
FS
FU
FS
FU
FS
FU
Sympt.
Asympt.
+
+
+
+
+
+
43
16
Total
59
Infectée
+
+
+
+
+
-
2
0
2
Infectée
+
+
+
-
+
+
2
1
3
Infectée
+
+
+
-
+
-
0
1
1
Infectée
+
+
+
S.O.
+
+
1
0
1
Infectée
+
+
-
+
+
+
1
1
2
Infectée
+
+
-
-
+
+
1
1
2
Infectée
+
-
+
+
+
-
1
0
1
Infectée
+
-
+
-
+
+
0
1
1
Infectée
+
-
+
-
+
-
2
0
2
Infectée
-
+
+
+
-
+
1
0
1
Infectée
-
+
-
+
-
+
0
1
1
Infectée
-
+
-
+
=
+
0
1
1
Infectée
-
-
+
+
-
-
1
0
1
Non infecté
+
-
-
-
+
-
4
1
5
Non infecté
+
-
-
-
-
-
1
0
1
Non infecté
-
+
-
-
-
-
1
0
1
Non infecté
-
-
+
-
+
-
1
0
1
Non infecté
-
-
+
-
-
-
5
2
7
Non infecté
-
-
-
+
-
-
2
2
4
Non infecté
-
-
-
-
+
-
1
2
3
Non infecté
-
-
-
-
-
+
1
0
1
Non infecté
-
-
-
-
-
-
718
589
1307
Non infecté
-
-
-
-
=
-
1
0
1
Non infecté
-
-
-
S.O.
-
-
2
3
5
Non infecté
-
-
-
=
-
-
11
11
22
Non infecté
-
-
=
-
-
-
1
1
2
Non infecté
-
S.O.
-
-
-
S.O.
1
1
2
Non infecté
S.O.
-
-
-
S.O.
-
5
4
9
Non infecté
=
-
-
-
+
-
1
1
2
811
640
1451
Total
Sympt. = Symptomatique; Asympt. = Asymptomatique. S.O. = Échantillon non obtenu ou non disponible pour un test. Le
symbole « égal » (=) indique des résultats équivoques ou indéterminés après une nouvelle analyse. FS = Écouvillon
endocervical féminin; FU = Urine féminine.
Test Aptima Neisseria gonorrhoeae
56
502486FC Rev. 005
Aptima
Rendement du test avec les DTS Systems
™
Tableau 7d : Résultats des échantillons vaginaux collectés à l’aide d’un écouvillon chez des patientes
infectées ou non infectées par N. gonorrhoeae selon l’état d’infection des patientes
État
d’infection
de la patiente
Infectée
TAAN 1
(Test Aptima Combo 2)
TAAN 2
Test GC Aptima
État des symptômes
Total
FS
FU
FS
FU
PVS
CVS
Sympt.
Asympt.
+
+
+
+
+
+
43
15
58
Infectée
+
+
+
+
-
+
1
0
1
Infectée
+
+
+
+
-
-
1
0
1
Infectée
+
+
+
+
S.O.
+
0
1
1
Infectée
+
+
+
-
+
+
2
2
4
Infectée
+
+
+
S.O.
+
+
1
0
1
Infectée
+
+
-
+
+
+
1
1
2
Infectée
+
+
-
-
+
+
1
1
2
Infectée
+
-
+
+
+
+
1
0
1
Infectée
+
-
+
-
+
+
2
1
3
Infectée
-
+
+
+
+
+
1
0
1
Infectée
-
+
-
+
+
+
0
1
1
Infectée
-
+
-
+
+
-
0
1
1
Infectée
-
-
+
+
-
-
1
0
1
Non infecté
+
-
-
-
-
-
5
1
6
Non infecté
-
+
-
-
-
-
1
0
1
Non infecté
-
-
+
-
+
+
1
0
1
Non infecté
-
-
+
-
-
-
5
2
7
Non infecté
-
-
-
+
+
+
0
1
1
Non infecté
-
-
-
+
-
-
2
1
3
Non infecté
-
-
-
-
+
+
2
1
3
Non infecté
-
-
-
-
+
-
3
1
4
Non infecté
-
-
-
-
-
+
3
1
4
Non infecté
-
-
-
-
-
-
696
577
1273
Non infecté
-
-
-
-
-
S.O.
0
1
1
Non infecté
-
-
-
-
-
=
0
1
1
Non infecté
-
-
-
-
S.O.
-
16
9
25
Non infecté
-
-
-
-
S.O.
S.O.
1
0
1
Non infecté
-
-
-
S.O.
-
-
2
2
4
Non infecté
-
-
-
S.O.
S.O.
-
0
1
1
Non infecté
-
-
-
=
-
-
11
10
21
Non infecté
-
-
-
=
-
S.O.
0
1
1
Non infecté
-
-
=
-
-
-
1
1
2
Non infecté
-
S.O.
-
-
-
-
0
1
1
Non infecté
-
S.O.
-
-
S.O.
S.O.
1
0
1
Non infecté
S.O.
-
-
-
-
-
5
4
9
Non infecté
=
-
-
-
-
-
1
1
2
811
640
1451
Total
Sympt. = Symptomatique; Asympt. = Asymptomatique. S.O. = Échantillon non obtenu ou non disponible pour un test. Le
symbole « égal » (=) indique des résultats équivoques ou indéterminés après une nouvelle analyse. FS = Écouvillon
endocervical féminin; FU = Urine femme; PVS = Écouvillon vaginal collecté par la patiente; CVS = Écouvillon vaginal collecté
par un clinicien.
Test Aptima Neisseria gonorrhoeae
57
502486FC Rev. 005
Aptima
Rendement du test avec les DTS Systems
™
Tableau 7e : Résultats de l’étude clinique des échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt provenant de
patientes infectées par N. gonorrhoeae
État d’infection de la patiente
Écouvillon endocervical
État des symptômes
Test Aptima Combo 2
Test GC Aptima
Symptomatique
Asymptomatique
Infectée
Positif
Positif
7
6
Non infectée
Négatif
Négatif
352
1276
Non infectée
Négatif
Positif
0
5
Non infectée
Équivoque
Positif
0
1
359
1288
Total
Distribution des RLU des témoins Aptima
La distribution des RLU pour le Contrôle positif GC / Contrôle négatif CT Aptima et le
Contrôle positif CT / Contrôle négatif GC Aptima pour toutes les séries de test GC Aptima
effectuées lors des études d’échantillons cliniques est présentée dans le Tableau 8.
Tableau 8 : Distribution des RLU des témoins Aptima lors des études cliniques d’échantillons comprenant les
études des échantillons endocervicaux ou vaginaux féminins et urétraux masculins sur écouvillon, des
échantillons d’urine masculins et féminins et des échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt
RLU (x 1000)
Témoin
Contrôle positif GC / Contrôle négatif, CT
Étude clinique des
échantillons sur
écouvillon et
d’urine
Étude clinique des
échantillons de
frottis en milieu
liquide PreservCyt
N
193
218
Statistiques
Moyenne
5048
4561
Écart-type
1071
1295
Maximum
6765
6791
75 centile
5763
5450
Médiane
5175
4859
25 centile
4645
3804
Minimum
229
158
N
193
218
Moyenne
2,15
2,60
Écart-type
2,20
2,80
Maximum
20
29
75 centile
2
3
e
e
Témoin positif CT / Témoin négatif, GC
Test Aptima Neisseria gonorrhoeae
e
Médiane
2
2
25e centile
1
2
Minimum
0
1
58
502486FC Rev. 005
Aptima
Rendement du test avec les DTS Systems
™
Étude de la précision
L’étude de précision (c-à-d. reproductibilité) du test GC Aptima a été évaluée dans deux sites
cliniques externes et chez Hologic. L’étude de précision du test GC Aptima a été évaluée sur
trois lots de kit de test GC Aptima, trois sites d’étude, six utilisateurs et 108 séries de test
GC Aptima. Deux utilisateurs dans chacun des trois sites de test ont effectué un total de six
séries de test GC Aptima par lot de kit pour un total de 36 séries par lot de kit. Chaque série
était composée d’un panel de précision de 12 membres contenant de 0 à 2 433 fg/test de
rRNA de GC. La reproductibilité du test a été établie en utilisant un milieu de transport des
écouvillons enrichi de rRNA. La reproductibilité lors des tests d’échantillons sur écouvillon et
urinaires contenant l’organisme cible n’a pas été déterminée. Le Tableau 9 présente les
données de précision RLU en termes de moyenne, d’écart-type, de coefficient de variation
(CV) et de pourcentage d’accord avec les résultats attendus des calculs de variabilité entre
sites, entre utilisateurs, entre lots, entre séries et intra-série.
Tableau 9 : Données de précision du test GC Aptima en utilisant un panel de précision de 12 membres
contenant de 0 à 2 433 fg/test de rRNA de GC
RLU
Intra-série
%
moyConcorenne
dant SD RLU CV
(x1000)
(x 1000) (%)
Concentration
N
Nég.
(0 fg/mL)
540
11,7
99,8
233,3
Faible
(608-625 fg/mL)
324
5574,4
99,7
Moy.
(6 082 fg/mL)
108
6502,6
Élevé
(12 500 fg/mL)
324
6786,0
D’un site à
l’autre
D’un lot à
l’autre
D’un utilisateur
à l’autre
D’une série à
l’autre
SD RLU
(x 1000)
CV
(%)
SD RLU
(x 1000)
CV
(%)
SD RLU
(x 1000)
CV
(%)
SD RLU
(x 1000)
CV
(%)
S.O.
0
S.O.
0
S.O.
4,3
S.O.
0
S.O.
617,2
11,1
189,2
3,4
518,1
9,3
311,3
5,6
527,4
9,5
100
138,8
2,1
0
0,0
481,9
7,4
514,8
7,9
579,4
8,9
100
270,3
4,0
0
0,0
581,3
8,6
410,7
6,1
647,1
9,5
SD = Écart-type; CV (%) = Pourcentage du CV; % Concord. = Pourcentage d’accord. S.O. = ne s’applique pas pour un
analyte négatif.
Remarque : La variabilité découlant de certains facteurs peut être numériquement négative, phénomène pouvant survenir si
la variabilité due à ces facteurs est très faible. Si tel est le cas, la variabilité mesurée avec SD et %CV est fixée à zéro (12).
La précision dans un même laboratoire pour un échantillon de frottis en milieu liquide
PreservCyt avec le test GC Aptima a été déterminée en ensemençant les flacons de
PreservCyt avec 20 CFU de GC par flacon (0,1 CFU par réaction) et 100 CFU de GC par
flacon (0,5 CFU par réaction). Les flacons contenant 10 000 CFU de GC par flacon (50 CFU
par réaction) et les flacons de PreservCyt non ensemencés ont été testés comme contrôles
positifs et négatifs. Dix flacons ensemencés à différents taux de CFU et dix flacons non
ensemencés ont été divisés entre deux utilisateurs. Les utilisateurs ont vortexé les flacons,
puis transféré 14 aliquotes (de 1,0 mL chacune) par flacon dans 14 tubes de transfert
Aptima, conformément à la notice du kit de transfert d’échantillons Aptima. Les utilisateurs
ne connaissaient pas le titre des échantillons. Chacun des échantillons frottis-STM obtenu a
été testé une fois avec le test GC Aptima. Au total, cinq séries ont été effectuées sur une
période de cinq jours et 140 résultats ont été obtenus pour les taux de CFU de 0,1, 0,5 et
50. Cent trente-six résultats étaient valides et quatre étaient invalides pour le panel de
contrôle négatif. Les résultats invalides étaient dus à une mauvaise mise en place d’une TTU
dans le Leader HC+. Les résultats sont résumés au Tableau 10.
Test Aptima Neisseria gonorrhoeae
59
502486FC Rev. 005
Aptima
Rendement du test avec les DTS Systems
™
Tableau 10 : Données de précision du test GC Aptima dans un même laboratoire pour PreservCyt en utilisant
un panel de précision de 4 membres contenant un taux de cellules de GC entre 0 et 500 CFU/mL
Membre
CFU/mL
CFU/
du
PreservCyt série
panel
A
n
1
0,1
140
Con- % Concordant cord.
39
27,9
D’un jour à
RLU Pour un même
utilisateur
l’autre
moyenne
SD
CV
SD
CV
(x1000) (x1000) (%) (x1000) (%)
D’un utilisateur
à l’autre
Total
SD
(x1000)
CV
(%)
SD
(x1000)
CV
(%)
313,7
758,3
241,7
132,5
42,2
0,0
0,0
769,8
245,4
B
5
0,5
140
113
80,7
1211,1
1031,3
85,2
169,8
14,0
150,4
12,4
1056,0
87,2
C
500
50
140
140
100
5636,8
220,7
3,9
135,7
2,4
0,0
0,0
259,1
4,6
D
0
0
136*
136
100
1,2
0,5
S.O.
0
S.O.
0,3
S.O.
0,6
S.O.
* Il y a eu quatre résultats invalides dus à une mauvaise mise en place d’une TTU dans le Leader HC+.
Remarque : La variabilité de certains facteurs peut être numériquement négative, phénomène pouvant survenir si la variabilité
due à ces facteurs est très minime. Si tel est le cas, la variabilité mesurée avec SD et %CV est fixée à zéro (12). S.O. = sans
objet pour les membres négatifs du panel. Utilisateur = Série. Les échantillons offrant des résultats discordants ont été inclus
dans l’analyse de variabilité du signal.
Test Aptima Neisseria gonorrhoeae
60
502486FC Rev. 005
Aptima
Rendement analytique des DTS Systems
™
Rendement analytique des DTS Systems
Consulter Rendement analytique du Tigris DTS System après le chapitre Concordance des
échantillons cliniques pour le Tigris DTS System pour connaître le rendement analytique
spécifique au Tigris DTS System.
Consulter Rendement analytique du Panther System pour connaître le rendement analytique
spécifique au Panther System.
Sensibilité analytique
La sensibilité analytique à N. gonorrhoeae (limite de détection) a été déterminée en comparant
directement les dilutions de 51 isolats cliniques différents dans des cultures et avec le test GC
Aptima. La sensibilité analytique revendiquée pour le test est de 50 CFU/test (362 CFU/écouvillon,
250 CFU/mL d’urine et 487,5 CFU/mL de frottis en milieu liquide PreservCyt).
Spécificité analytique
Au total, 154 isolats de culture ont été évalués à l’aide du test GC Aptima. Ces isolats
comprenaient 86 organismes pouvant être isolés du tractus urogénital et 68 organismes
supplémentaires qui représentent un échantillon phylogénétique d’organismes représentatif.
Les organismes testés comprenaient des bactéries, des champignons, des levures, des
parasites et des virus. Tous les organismes, à l’exception de C. psittaci, C. pneumoniae,
U. urealyticum et les virus ont été testés à 1,0 x 106 cellules/test dans le milieu de transport
d’urine KOVA-Trol et 60 organismes l’ont été dans le milieu de transport d’écouvillons. Les
organismes Chlamydia et Neisseria ont été testés dans le milieu PreservCyt. C. psittaci
VR601 a été testé à 8,0 x 104 cellules/test et C. psittaci VR125 à 1,0 x 105 cellules/test.
C. pneumoniae a été testé à 4,0 x 103 cellules/test et U. urealyticum à 6,7 x 106 cellules/test.
Les virus ont été testés comme suit : (a) virus de l’herpès simplex I : 2,5 x 104 TCID50/test,
(b) virus de l’herpès simplex II : 6,0 x 104 TCID50/test, (c) papillomavirus 16 : 2,9 x 106 copies
de DNA/test et (d) cytomégalovirus : 4,8 x 105 cellules/test. La liste des organismes testés est
indiquée au Tableau 11.
Test Aptima Neisseria gonorrhoeae
61
502486FC Rev. 005
Aptima
Rendement analytique des DTS Systems
™
Tableau 11 : Spécificité analytique
Organisme
Organisme
Organisme
Achromobacter xerosis
Escherichia coli
Neisseria perflava
Acinetobacter calcoaceticus
Flavobacterium meningosepticum
Neisseria polysaccharea
Acinetobacter Iwoffi
Fusobacterium nucleatum
Papillomavirus 16
Actinomyces israelii
Gardnerella vaginalis
Paracoccus denitrificans
Actinomyces pyogenes
Gemella haemolysans
Peptostreptococcus anaerobius
Aerococcus viridans
Haemophilus ducreyi
Peptostreptococcus productus
Aeromonas hydrophila
Haemophilus influenzae
Plesiomonas shigelloides
Agrobacterium radiobacter
Kingella dentrificans
Propionibacterium acnes
Alcaligenes faecalis
Kingella kingae
Proteus mirabilis
Bacillus subtilis
Klebsiella oxytoca
Proteus vulgaris
Bacteriodes fragilis
Klebsiella pneumoniae
Providencia stuartii
Bacteriodes ureolyticus
Lactobacillus acidophilus
Pseudomonas aeruginosa
Bifidobacterium adolescentis
Lactobacillus brevis
Pseudomonas fluorescens
Bifidobacterium brevi
Lactobacillus jensonii
Pseudomonas putida
Branhamella catarrhalis
Lactobacillus lactis
Rahnella aquatilis
Brevibacterium linens
Legionella pneumophila (2)
Rhodospirillum rubrum
Campylobacter jejuni
Leuconostoc paramensenteroides
Saccharomyces cerevisiae
Candida albicans
Listeria monocytogenes
Salmonella minnesota
Candida glabrata
Micrococcus luteus
Salmonella typhimurium
Candida parapsilosis
Moraxella lacunata
Serratia marcescens
Candida tropicalis
Moraxella osloensis
Staphylococcus saprophyticus
Chlamydia pneumoniae
Morganella morganii
Staphylococcus aureus
Chlamydia psittaci (2)
Mycobacterium smegmatis
Staphylococcus epidermidis
Chromobacterium violaceum
Mycoplasma genitalium
Streptococcus agalactiae
Citrobacter freundii
Mycoplasma hominis
Streptococcus bovis
Clostridium perfringens
N. meningitidis sérogroupe A
Streptococcus mitis
Corynebacterium genitalium
N. meningitidis sérogroupe B
Streptococcus mutans
Corynebacterium xerosis
N. meningitidis sérogroupe C (4)
Streptococcus pneumoniae
Cryptococcus neoformans
N. meningitidis sérogroupe D
Streptococcus pyogenes
Cytomégalovirus
N. meningitidis sérogroupe Y
Streptococcus salivarius
Deinococcus radiodurans
N. meningitidis sérogroupe W135
Streptococcus sanguis
Derxia gummosa
Neisseria cinerea (4)
Streptomyces griseinus
Eikenella corrodens
Neisseria dentrificans
Trichomonas vaginalis
Enterobacter aerogenes
Neisseria elongata (3)
Ureaplasma urealyticum
Enterobacter cloacae
Neisseria flava
Vibrio parahaemolyticus
Entercoccus avium
Neisseria flavescens (2)
Virus de l’herpès simplex I
Entercoccus faecalis
Neisseria lactamica (9)
Virus de l’herpès simplex II
Entercoccus faecium
Neisseria mucosa (3)
Yersinia enterocolitica
Erwinia herbicola
Neisseria sicca (3)
Erysipelothrix rhusiopathiae
Neisseria subflava (14)
(n) = nombre de souches testées.
Tous les organismes testés ont donné un résultat négatif avec le test GC Aptima.
Test Aptima Neisseria gonorrhoeae
62
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Substances interférentes
Les substances interférentes suivantes ont été ensemencées individuellement dans des
échantillons sur écouvillon, dans des échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt et/ou
dans des échantillons d’urine : sang 10 %, gel contraceptif, spermicide, hydratant, anesthésiant
hémorroïdal, huile corporelle, poudre, crème anti-fongique, lubrifiants vaginaux, vaporisateur
intime et leucocytes (1,0 x 106 cellules/mL). Les substances interférentes suivantes ont été
ensemencées individuellement dans des échantillons d’urine : sang 30 %, analytes d’urine,
protéines, glucose, cétones, bilirubine, nitrates, urobilinogène, pH 4 (acide), pH 9 (alcalin),
leucocytes (1,0 x 106 cellules/mL), débris cellulaires, vitamines, minéraux, acétaminophène,
aspirine et ibuprofène. Toutes ces substances ont été testées pour une interférence éventuelle
au test en l’absence et en présence de GC pour un rRNA estimé équivalent à 50 cellules/
test de GC (250 fg/test). Les concentrations de rRNA équivalentes ont été calculées d’après
la taille du génome et le ratio estimé DNA:RNA/cellule de chaque organisme.
Aucune interférence n’a été relevée avec l’ensemble des substances testées. Aucun inhibiteur
d’amplification n’a été observé dans le test GC Aptima.
Récupération
Escherichia coli, Gardnerella vaginalis, Lactobacillus acidophilus, Bacteroides ureolyticus et
Staphylococcus epidermidis (1,0 x 108 cellules/test) ont été ajoutés aux échantillons contenant
une concentration de rRNA équivalente à environ 50 cellules de GC (250 fg). Ces ajouts
n’ont pas interféré avec l’amplification ou la détection du rRNA de GC en utilisant le test GC
Aptima.
Études de la stabilité des échantillons
A. Échantillons sur écouvillon et d’urine
Les données destinées à confirmer les conditions de transport et de conservation
recommandées pour les échantillons endocervicaux, urétraux et vaginaux collectés à
l’aide d’un écouvillon ont été obtenues à l’aide d’échantillons sur écouvillon négatifs
groupés. Les échantillons groupés ont été enrichis avec GC à une concentration finale
d’environ 50 CFU par réaction. Les échantillons enrichis ont été conservés entre 4 °C et
30 °C. Ces échantillons ont été testés en double aux jours 0, 20, 77 et 117. Toutes les
conditions de test étaient positives pour GC pour toutes les durées et températures.
Les données destinées à confirmer les conditions de transport et de conservation
recommandées pour les échantillons d’urine ont été obtenues à l’aide d’échantillons
d’urine féminins et masculins négatifs. Les échantillons d’urine ont été enrichis avec GC
à une concentration finale de 100 CFU par réaction. Les échantillons ont été maintenus à
30 °C pendant 24 heures avant d’être ajoutés au milieu de transport d’urine (urine
transport media, UTM). Les échantillons UTM ont été maintenus à 4 °C et 30 °C et testés
en triple aux jours 1, 14, 32 et 35. Tous les réplicats étaient positifs pour GC lorsque les
échantillons recueillis dans le milieu de transport d’urine (Urine Transport Media, UTM)
étaient maintenus entre 4 °C et 30 °C.
B. Échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt
Les données destinées à confirmer les conditions d’expédition et de conservation
recommandées pour les échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt ont été
obtenues à l’aide d’échantillons de frottis liquides traités et non traités. Pour les échantillons
non traités, quatre ensembles d’échantillons groupés de frottis en milieu liquide PreservCyt
ont été testés après avoir été conservés dans le flacon de solutions PreservCyt. Chaque
pool d’échantillons a été ensemencé avec 50 à 100 CFU de GC/test, maintenu à 2 °C, à
Test Aptima Neisseria gonorrhoeae
63
502486FC Rev. 005
Aptima
Rendement analytique des DTS Systems
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10 °C et à 30 °C, puis testé au départ et aux jours 5, 7, 8, 14, 18, 21, 25 et 36. Tous les
échantillons ensemencés étaient positifs pour GC pour toutes les durées et températures.
Pour les échantillons traités, quatre ensembles d’échantillons groupés de frottis en milieu
liquide PreservCyt ont été utilisés pour déterminer la stabilité des échantillons traités
entre 2 °C et 30 °C. Chaque pool d’échantillons négatif a été ensemencé avec 50 à
100 CFU de GC/test, puis testé au départ. Avant le traitement, les échantillons de frottis
en milieu liquide PreservCyt ont été conservés à 30 °C pendant sept (7) jours pour
simuler le laps de temps entre la collecte des échantillons, le traitement et l’expédition
des frottis dans un laboratoire de tests microbiologiques. Après sept jours à 30 °C, des
aliquotes de 1 mL de chaque ensemble ont été transférées dans un tube de transfert
d’échantillons Aptima et testées au départ avant d’être placées à 2 °C, à 10 °C et à
30 °C. Les échantillons traités ont été testés après 17 jours de conservation à 30 °C et
36 jours de conservation entre 2 °C et 10 °C. Tous les échantillons ensemencés étaient
positifs pour GC pour toutes les durées et températures.
C. Étude de la stabilité des échantillons congelés
Les conditions de conservation congelée recommandées pour les échantillons
endocervicaux sur écouvillon, urétraux sur écouvillon et vaginaux sur écouvillon, d’urine
féminins et masculins et de frottis en milieu liquide PreservCyt dans le milieu de transport
sont une température comprise entre -20 °C et -70 °C jusqu’à 12 mois maximum après la
collecte. Les données de validation ont été obtenues à l’aide de 90 échantillons pour
chaque type d'échantillon ayant produit un résultat négatif. Parmi ces échantillons, 30 ont
été enrichis avec GC à un taux de 50 CFU par réaction, 30 ont été enrichis avec GC à
un taux de 5 CFU par réaction et 30 n’ont pas été enrichis. Les échantillons dans le
milieu de transport ont été congelés dans les sept jours suivant la collecte et testés aux
jours 200 et 400. Les échantillons ont satisfait les critères d’acceptation, à savoir une
concordance supérieure à 95 % avec les résultats attendus.
Test Aptima Neisseria gonorrhoeae
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Aptima
™
Concordance des échantillons cliniques pour le Tigris DTS System
Concordance des échantillons cliniques pour le Tigris DTS System
Concordance avec le Tigris DTS System
La concordance entre les résultats du test GC Aptima générés par le Tigris DTS System
entièrement automatique et les DTS Systems semi-automatiques a été évaluée en testant
les échantillons endocervicaux et urétraux masculins sur écouvillon, d’urine masculins et
féminins, vaginaux sur écouvillon et de frottis en milieu liquide PreservCyt. Chacun des
échantillons cliniques a été testé individuellement avec le test GC Aptima sur le Tigris DTS
System et les DTS Systems chez Hologic. L’ordre des tests n’était pas aléatoire. Les
échantillons identifiés pour l’inclusion ont d’abord été testés à l’aide du Tigris DTS System et
sur les DTS Systems par la suite.
Étude de la concordance des échantillons cliniques endocervicaux féminins et
urétraux masculins sur écouvillon, d’urine masculins et féminins, vaginaux sur
écouvillon et de frottis en milieu liquide PreservCyt
Des sujets masculins et féminins se rendant dans des cliniques pour ITS, des centres de
planification familiale et des gynécologues/obstétriciens de huit sites géographiquement
distincts avec des prévalences d’infection à GC s’échelonnant de faibles à élevées ont fourni
des échantillons endocervicaux et urétraux masculins sur écouvillon, d’urine masculins et
féminins, vaginaux sur écouvillon et de frottis en milieu liquide PreservCyt. Les échantillons
ont été transférés directement chez Hologic pour être testés. Chez Hologic, les échantillons
endocervicaux sur écouvillon, urétraux masculins sur écouvillon et d’urine masculins et
féminins ont d’abord été analysés avec le test Aptima Combo 2 sur le Tigris DTS System.
Les échantillons vaginaux sur écouvillon et de frottis en milieu liquide PreservCyt ont été
analysés avec le test Aptima Combo 2 sur les DTS Systems. Les échantillons dont les
résultats définitifs étaient invalides ou équivoques n’ont pas été retenus pour l’étude de la
concordance des échantillons cliniques GC Aptima.
Cent vingt-neuf échantillons féminins sur écouvillon (70 endocervicaux et 59 vaginaux), 133
échantillons urétraux masculins sur écouvillon, 72 échantillons d’urine féminins, 130
échantillons d’urine masculins, et 51 échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt avec
des résultats positifs et négatifs au test GC Aptima Combo 2 ont été sélectionnés pour des
tests comparatifs entre le Tigris DTS System et les DTS Systems avec le test GC Aptima. La
majorité des échantillons (88 échantillons féminins sur écouvillon, 93 masculins sur
écouvillon, 47 échantillons d’urine féminins, 70 échantillons d’urine masculins et 34
échantillons de frottis en milieu PreservCyt) figurant dans les tests comparatifs provenaient
d’individus symptomatiques. Les échantillons ayant des résultats initiaux invalides ou
équivoques ont été testés à nouveau à l’aide du même système que celui sur lequel les
résultats avaient été obtenus. Trois échantillons d’urine féminins, 1 échantillon vaginal sur
écouvillon et 1 échantillon urétral masculin sur écouvillon qui avaient initialement donné des
résultats équivoques sur les DTS Systems ont tous donné des résultats valides après un
nouveau test. Un échantillon d’urine masculin et 1 échantillon d’urine féminin qui avaient
initialement donné des résultats équivoques sur le Tigris DTS System ont donné des
résultats valides après un nouveau test.
Le Tableau 12 montre les concordances positives, négatives et globales pour tous les
résultats appariés de chaque type d’échantillon selon l’état symptomatique. Bien que les
échantillons féminins sur écouvillon (écouvillons endocervicaux et vaginaux combinés) ne
soient pas équilibrés par rapport aux échantillons positifs et négatifs des sujets
symptomatiques, la concordance globale chez les sujets symptomatiques a été de 100 %, de
97,6 % (40/41) chez les sujets asymptomatiques, et la concordance globale pour « tous » les
Test Aptima Neisseria gonorrhoeae
65
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Aptima
Concordance des échantillons cliniques pour le Tigris DTS System
™
sujets (symptomatiques et asymptomatiques combinés) de 99,2 % (128/129). Concernant les
échantillons urétraux masculins sur écouvillon, la concordance globale pour les sujets
symptomatiques, asymptomatiques et « tous » les sujets était de 100 %. Concernant les
échantillons d’urine féminins, la concordance globale pour les sujets symptomatiques était de
100 %, de 96,0 % (24/25) pour les sujets asymptomatiques, et de 98,6 % (71/72) pour
« tous » les sujets.
Concernant les échantillons d’urine masculins, la concordance globale pour les sujets
symptomatiques était de 98,6 % (69/70), de 100 % pour les sujets asymptomatiques, et de
99,2 % (129/130) pour « tous » les sujets. Concernant les échantillons de frottis en milieu
liquide PreservCyt, la concordance globale pour les sujets symptomatiques, asymptomatiques
et « tous » les sujets était de 100 %. En raison du nombre relativement plus petit d’échantillons
de sujets asymptomatiques, il est possible que ces conclusions ne s’étendent pas aux tests
du Tigris DTS System pour le test GC Aptima avec les échantillons de sujets asymptomatiques.
Se référer au Tableau 4 pour les estimations de la performance du test GC Aptima concernant
les échantillons endocervicaux sur écouvillon, vaginaux sur écouvillon, urétraux masculins
sur écouvillon et d’urine masculins et féminins et au Tableau 5a pour les échantillons de
frottis en milieu liquide PreservCyt testés sur les DTS Systems. Les estimations de la
performance clinique pour le Tigris DTS System avec les échantillons endocervicaux sur
écouvillon, vaginaux sur écouvillon, urétraux masculins sur écouvillon et d’urine masculins et
féminins et de frottis en milieu liquide PreservCyt devraient être similaires compte tenu des
résultats concordants.
Tableau 12 : Étude de la concordance des échantillons cliniques : concordance positive, négative et globale
par état des symptômes
État des
Échantillon
symptômes
DTS+
Tigris-
DTSTigris+
DTSTigris-
% de
concordance
positive
(IC à 95 %)
Sexe
n
Femme*
88
55
0
0
33
100
(93,5 - 100)
100
(89,4 - 100)
100
(95,9 - 100)
Homme
93
66
0
0
27
100
(94,6 - 100)
100
(87,2 - 100)
100
(96,1 - 100)
Femme
47
24
0
0
23
100
(85,8 - 100)
100
(85,2 - 100)
100
(92,5 - 100)
Homme
70
60
1
0
9
98,4
(91,2 - 100)
100
(66,4 - 100)
98,6
(92,3 - 100)
Femme
34
28
0
0
6
100
(87,7 - 100)
100
(54,1 - 100)
100
(89,7 - 100)
Femme*
41
23
0
11
17
100
(85,2 - 100)
94,4
(72,7 - 99,9)
97,6
(87,1 - 99,9)
Homme
40
7
0
0
33
100
(59,0 - 100)
100
(89,4 - 100)
100
91,2 - 100)
Femme
25
9
0
1
15
100
(66,4 - 100)
93,8
(69,8 - 99,8)
96,0
(79,6 - 99,9)
Homme
60
5
0
0
55
100
(47,8 - 100)
100
(93,5 - 100)
100
(94,0 - 100)
Femme
17
12
0
0
5
100
(73,5 - 100)
100
(47,8 - 100)
100
(80,5 - 100)
Écouvillon
Sympt.
Urine
PreservCyt
Écouvillon
Asympt.
Urine
PreservCyt
% de
% de
concordance concordance
négative
globale
(IC à 95 %)
(IC à 95 %)
DTS+
Tigris+
Test Aptima Neisseria gonorrhoeae
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Aptima
Concordance des échantillons cliniques pour le Tigris DTS System
™
Tableau 12 : Étude de la concordance des échantillons cliniques : concordance positive, négative et globale
par état des symptômes (suite)
État des
Échantillon
symptômes
n
DTS+
Tigris+
DTS+
Tigris-
DTSTigris+
DTSTigris-
Femme*
129
78
0
11
50
100
(95,4 - 100)
98,0
(89,6 - 100)
99,2
(95,8 - 100)
Homme
133
73
0
0
60
100
(95,1 - 100)
100
(94,0 - 100)
100
(97,3 - 100)
Femme
72
33
0
1
38
100
(89,4 - 100)
97,4
(86,5 - 99,9)
98,6
(92,5 - 100)
Homme
130
65
1
0
64
98,5
(91,8 - 100)
100
(94,4 - 100)
99,2
(95,8 - 100)
Femme
51
40
0
0
11
100
(91,2 - 100)
100
(71,5 - 100)
100
(93,0 - 100)
Écouvillon
Tous
Urine
PreservCyt
% de
% de
% de
concordance concordance concordance
positive
négative
globale
(IC à 95 %)
(IC à 95 %)
(IC à 95 %)
Sexe
« + » indique un résultat positif, « - » un résultat négatif, IC = intervalle de confiance.
*Échantillons endocervicaux et vaginaux sur écouvillon combinés.
1
Un résultat discordant pour les échantillons vaginaux sur écouvillon.
Étude de la précision
Les effets de plusieurs facteurs sur la variabilité de la performance du test GC Aptima sur le
Tigris DTS System ont été évalués en utilisant des panels de reproductibilité ITS constitués
de 12 membres. Les membres des panels contenaient de 0 à 250 000 fg de rRNA de GC /
test. Le panel comportait des membres avec des concentrations de GC d’une sensibilité
analytique revendiquée de 250 fg de rRNA GC /test.
Les panels ont été testés dans l’un des sites de test externes et chez Hologic en utilisant
deux lots de réactifs de test GC Aptima. Chez Hologic, deux utilisateurs ont effectué chacun
3 listes de travail valides par lot de réactifs sur chacun des 2 appareils Tigris DTS System.
Au site de test externe, 2 utilisateurs ont effectué 3 listes de travail valides chacun par lot de
réactifs sur 1 appareil Tigris DTS System. Une liste de travail consistait en des témoins de
série et six panels de 12 membres. Les échantillons ayant des résultats initiaux invalides ou
équivoques n’ont pas été testés à nouveau. Onze échantillons ont donné des résultats finaux
invalides et ont été exclus des analyses de reproductibilité.
La reproductibilité a été déterminée en calculant la concordance entre les résultats finaux du
test et le résultat attendu pour chaque membre du panel. La reproductibilité a également été
évaluée en calculant l’écart-type et le coefficient de variation (CV) du signal selon les sites,
les utilisateurs, les lots et les listes de travail. Les CV n’ont pas été calculés pour les
membres des panels négatifs à GC en raison des valeurs de signal faibles qui pourraient
théoriquement équivaloir à zéro. Le Tableau 13 indique les résultats de reproductibilité. Tous
les résultats du test GC Aptima sur le Tigris DTS System concordaient avec les résultats
prévus pour les membres du panel contenant 0, 250, 25 000, et 250 000 fg de rRNA de GC /
test. Pour les membres du panel contenant 2 500 fg de rRNA de GC /test, la concordance
avec les résultats prévus était de 99,8 %. Les valeurs CV étaient inférieures ou égales
à 9,0 %. Ces données indiquent une reproductibilité excellente du test GC Aptima avec le
Tigris DTS System.
Test Aptima Neisseria gonorrhoeae
67
502486FC Rev. 005
Aptima
Concordance des échantillons cliniques pour le Tigris DTS System
™
Tableau 13 : Données de précision pour le Tigris DTS System
Conc.
(fg de
rRNA par
test)
RLU
moyenne
(x1000)
% Concord.
n
0
8592
4,6
250
429
3
2500
429
4
25000
430
5
250000
431
6
D’un site à
l’autre
D’un utilisateur
à l’autre
D’un lot à
l’autre
D’une liste de
travail à l’autre
Dans une même
liste de travail
SD
(x1000)
CV
(%)
SD1
(x1000)
CV
(%)
SD
(x1000)
CV
(%)
SD
(x1000)
CV
(%)
SD
(x1000)
CV
(%)
100
1,7
S.O.
0,0
S.O.
0,3
S.O.
0,7
S.O.
2,7
S.O.
4148
100
236
5,7
170
4,1
212
5,1
94,9
2,3
222
5,3
5361
99,8
275
5,1
145
2,7
273
5,1
25,1
0,5
482
9,0
5871
100
325
5,5
163
2,8
303
5,2
106
1,8
176
3,0
6037
100
317
5,2
167
2,8
303
5,0
126
2,1
186
3,1
Concord. = concordance, Conc. = concentration, CV = coefficient de variation, S.O. = ne s’applique pas aux échantillons
négatifs, RLU = unité relative de lumière, SD = écart-type.
1
Des valeurs SD et CV sont établies à 0 et 0,0 %, respectivement, selon le modèle des effets aléatoires, si la variabilité due à
cette source par rapport aux erreurs aléatoires et/ou à la variation d’autres sources est numériquement négative.
2
Il y a eu 4 échantillons exclus de cette analyse pour cause de résultats finaux invalides. De plus, il manquait 1 réplicat de
chaque membre de panel négatif pour GC dans une liste de travail.
3
Il y a eu 3 échantillons exclus de cette analyse pour cause de résultats finaux invalides.
4
Il y a eu 2 échantillons exclus de cette analyse pour cause de résultats finaux invalides. De plus, il manquait 1 réplicat de
chaque membre de panel négatif avec 2 500 fg de rRNA de GC/test dans deux listes de travail et 1 liste de travail comportait un
réplicat supplémentaire d’un membre du panel avec 2 500 fg de rRNA de GC/test.
5
Il y a eu 2 échantillons exclus de cette analyse pour cause de résultats finaux invalides. De plus, une liste de travail comportait
1 réplicat supplémentaire d’un membre du panel avec 25 000 fg de rRNA de GC/test. Il manquait également à cette même liste
de travail 1 réplicat d’un autre membre du panel avec 25 000 fg de rRNA de GC/test.
6
Il manquait à une liste de travail 1 réplicat d’un membre du panel avec 250 000 fg de rRNA de GC/test.
Remarque : Les échantillons dont les résultats aux tests étaient invalides ont été exclus. L’analyse de variabilité du signal
comporte des échantillons avec des résultats discordants.
Test Aptima Neisseria gonorrhoeae
68
502486FC Rev. 005
Aptima
Rendement analytique du Tigris DTS System
™
Rendement analytique du Tigris DTS System
Consulter Rendement analytique du Panther System pour connaître le rendement analytique
spécifique au Panther System.
Étude de l’équivalence de la sensibilité analytique
Les panels de sensibilité des pools d’échantillons endocervicaux sur écouvillon, des pools
d’échantillons vaginaux sur écouvillon, des pools d’échantillons d’urine et des pools
d’échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt ont été préparés avec 250 fg/test de
rRNA de GC et 60 réplicats ont été testés sur le Tigris DTS System. Le pourcentage de
positivité (IC à 95 %) sur le Tigris DTS System était de 100 % (95,1 - 100) pour les
échantillons endocervicaux sur écouvillon, de 100 % (95,1 - 100) pour les échantillons
vaginaux sur écouvillon, de 100 % (95,1 - 100) pour les échantillons d’urine et de 100 %
(95,1 - 100) pour les échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt.
Étude clinique des panels enrichis avec du rRNA de GC
L’étude clinique des panels enrichis avec du rRNA de GC a permis d’évaluer la concordance
entre les deux systèmes en utilisant six panels cliniques de GC préparés par Hologic et
enrichis avec de 0 à 250 000 fg de rRNA/test de GC. Les panels cliniques de GC ont été
créés avec des échantillons endocervicaux sur écouvillon, vaginaux sur écouvillon, urétraux
sur écouvillon, des échantillons d’urine masculins, d’urine féminins et de frottis en milieu
liquide PreservCyt ayant donné des résultats GC Aptima négatifs sur les DTS Systems
lorsqu’ils ont été testés chez Hologic. Les échantillons négatifs ont été groupés par type
d’échantillon, enrichis ou non enrichis avec du rRNA de GC et aliquotés comme réplicats de
chacun des membres du panel. Les réplicats de chacun des 6 membres du panel avec des
taux d’enrichissement en rRNA différents ont été combinés de manière à créer un panel
clinique de chaque type d’échantillon. Chaque panel contenait un total de 132 réplicats.
Les données initiales des échantillons d’urine masculins et féminins indiquent que certains
des membres du panel contenant un taux de rRNA inférieur au seuil de sensibilité analytique
revendiqué ont donné des résultats négatifs inattendus sur le Tigris DTS System. Deux
études de suivi ont été réalisées pour démontrer et confirmer la concordance avec les
résultats attendus dans les panels d’échantillons d’urine masculins et féminins enrichis. Le
plan de l’étude original combinait des échantillons négatifs dans un seul pool principal. Le
plan de l’étude de suivi pour les échantillons d’urine masculins et féminins a été modifié. Les
échantillons ont été aliquotés en mini pools négatifs confirmés pour créer les panels positifs
et négatifs. Cent trente-huit réplicats ont été créés pour chaque panel.
Le Tableau 14 indique le pourcentage de concordance de chaque concentration de rRNA
dans les panels respectifs des écouvillons endocervicaux, des écouvillons vaginaux, des
écouvillons urétraux masculins, des échantillons d’urine masculins, des échantillons d’urine
féminins et des échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt avec les résultats GC
attendus pour le Tigris DTS System et les DTS Systems. La concentration s’échelonnait de
1 log en dessous à 3 logs au-dessus de 250 fg de rRNA/test pour GC. Le Tableau 14 indique
également les pourcentages de concordance globale de l’étude des panels cliniques entre le
Tigris DTS System et les DTS Systems.
Test Aptima Neisseria gonorrhoeae
69
502486FC Rev. 005
Aptima
Rendement analytique du Tigris DTS System
™
Tableau 14 : Étude clinique de la concordance des panels enrichis avec du rRNA de GC
Concentration
(fg de rRNA/test)
Réplicats
% concordance Tigris
Sans cible
0
12
100
100
Très faible
25
30
100
100
Faible
250
30
100
100
Moyen
2500
30
100
100
Élevé
250000
30
100
100
Sans cible
0
12
100
100
Très faible
25
29*
100
100
Faible
250
30
100
100
Moyen
2500
30
100
100
Élevé
250000
30
100
100
Sans cible
0
12
100
100
Très faible
25
30
100
100
Faible
250
30
100
100
Moyen
2500
30
100
100
Élevé
250000
30
100
100
Sans cible
0
12
100
100
100
Endocervical
Écouvillon
Vaginal
Urétral
Très faible
25
30
63,3
(19/30)
Faible
250
30
100
100
Moyen
2500
30
100
100
Élevé
250000
30
100
100
Sans cible
0
18
100
100
Très faible
25
30
100
100
Faible
250
30
100
100
Moyen
2500
30
100
100
Élevé
250000
30
100
100
Étude initiale
Urine
Homme
% concord- % de concordance
ance
globale entre Tigris
DTS
et DTS (95 % CI)
Membre
du panel
Échantillon
Suivi 1
Sans cible
0
18
100
100
Très faible
25
30
100
100
Faible
250
30
100
100
Moyen
2500
30
100
100
Élevé
250000
30
100
100
Suivi 2
100
(97,2 - 100)
100
(97,2 - 100)
100
(97,2 - 100)
91,7
(85,6 - 95,8)
100
(97,4 - 100)
100
(97,4 - 100)
* Non testé sur les deux systèmes en raison du volume insuffisant de l’échantillon
Test Aptima Neisseria gonorrhoeae
70
502486FC Rev. 005
Aptima
Rendement analytique du Tigris DTS System
™
Tableau 14 : Étude clinique de la concordance des panels enrichis avec du rRNA de GC (suite)
Échantillon
Étude initiale
Urine
Femme
Suivi 1
Suivi 2
Échantillon de frottis en
milieu liquide PreservCyt
% concord- % de concordance
ance
globale entre Tigris
DTS
et DTS (95 % CI)
Membre
du panel
Concentration
(fg de rRNA/test)
Réplicats
% concordance Tigris
Sans cible
0
12
100
100
Très faible
25
30
13,3 (4/30)
100
Faible
250
30
80 (24/30)
100
Moyen
2500
30
100
100
Élevé
250000
30
100
100
Sans cible
0
18
100
100
Très faible
25
30
96,7 (29/30)
100
Faible
250
30
100
100
Moyen
2500
30
100
100
Élevé
250000
30
100
100
Sans cible
0
18
100
100
Très faible
25
30
90 (27/30)
100
Faible
250
30
100
100
Moyen
2500
30
100
100
Élevé
250000
30
100
100
Sans cible
0
12
100
100
Très faible
25
30
100
100
Faible
250
30
100
100
Moyen
2500
30
100
100
Élevé
250000
30
100
100
75,8
(67,5 - 82,8)
99,3
(96,0 - 100)
97,8
(93,8 - 99,5)
100
(97,2 - 100)
* Non testé sur les deux systèmes en raison du volume insuffisant de l’échantillon
Étude de l’équivalence de la spécificité analytique
Pour un test d’amplification de l’acide nucléique, la spécificité analytique concernant les
organismes individuels est en grande partie déterminée par la chimie du test (par ex.,
séquences d’oligonucléotides) plutôt que par la plate-forme. Étant donné que les réactifs du
test GC Aptima sont identiques entre le Tigris DTS System et les DTS Systems, les
expérimentations de spécificité analytique sur le Tigris DTS System étaient destinées à
porter sur les isolats de culture les plus complexes. Parmi ces organismes figuraient ceux
qui sont connus pour avoir une réactivité croisée dans d’autres tests d’amplification. Vingtquatre (24) isolats de culture ont été sélectionnés dans le panel d’organismes du Tableau 11,
y compris 17 organismes qui sont très étroitement apparentés à GC. Tous les organismes
testés ont donné des résultats négatifs à l’exception d’un résultat faussement positif (1/648).
Le cas a été observé avec C. pneumoniae où 1 réplicat sur les 27 testés a donné un résultat
faux. Les tests de répétition n’ont pas confirmé la réactivité croisée avec cet organisme
(C. pneumoniae) étant donné qu’aucun test positif n’a été observé avec les 6 réplicats de
test supplémentaires.
Test Aptima Neisseria gonorrhoeae
71
502486FC Rev. 005
Aptima
Rendement analytique du Tigris DTS System
™
Étude de l’équivalence des substances interférentes
Le sang total, une substance que l’on trouve couramment dans les échantillons urogénitaux
et connue pour interférer avec certains tests d’amplification, a été utilisé pour démontrer que
le Tigris DTS System tolère un taux de substances potentiellement interférentes similaire à
celui des DTS Systems. Du sang frais a été ajouté aux pools d’échantillons cliniques et
vaginaux sur écouvillon, d’urine et de frottis en milieu liquide PreservCyt, puis testés pour
rechercher une éventuelle interférence au test en l’absence et en présence de la cible GC
avec une concentration de rRNA estimée équivalente à 50 CFU de GC/test (250 fg/test). Les
concentrations de rRNA équivalentes ont été calculées d’après la taille du génome et le ratio
estimé DNA:RNA/cellule de chaque organisme. Les échantillons ont été testés sur deux
Tigris DTS Systems. Tous les échantillons contenant l’acide nucléique cible étaient positifs
lorsqu’ils ont été testés à un taux de sang de 10 % dans les échantillons cliniques sur
écouvillon, les échantillons vaginaux sur écouvillon et les échantillons de frottis en milieu
liquide PreservCyt, et à un taux de 30 % de sang dans les échantillons d’urine. Tous les
échantillons qui ne contenaient pas la cible étaient négatifs pour GC. Ces résultats indiquent
que, aux concentrations testées, le sang total n’affecte vraisemblablement pas les résultats
de GC sur le Tigris DTS System.
Études de la contamination de transfert pour le Tigris DTS System
Afin d’établir que le Tigris DTS System minimise les risques de résultats faussement positifs
liés à une contamination de transfert, une étude a été réalisée à l’aide de panels enrichis sur
trois Tigris DTS Systems. L’étude a utilisé 20 % des échantillons avec une valeur cible
élevée contenant 1,0 x 109 cellules/réaction, qui ont été aléatoirement répartis parmi les 80 %
d’échantillons négatifs contenant le milieu de transport de l’écouvillon. Dans l’étude, 576
échantillons avec une valeur cible élevée et 2 376 échantillons négatifs ont été testés sur les
trois Tigris DTS Systems. Le Tableau 15 indique que le taux de contamination de transfert
global était en moyenne de 0,21 % (5/2370). Au total, 6 échantillons négatifs ont été signalés
comme invalides et exclus des calculs. Une analyse distincte a été effectuée sur un sousensemble de la population de l’étude constitué des échantillons négatifs testés
immédiatement à la suite des résultats positifs avec une valeur cible élevée. Le taux de
contamination de transfert de ce sous-ensemble de population était en moyenne de 0,95 %
(4/422). Concernant les résultats faussement positifs de ce sous-ensemble, le taux de
contamination de transfert variait de 0 % à 2,16 % sur les trois Tigris DTS Systems. Ces
résultats indiquent que la contamination est minimisée sur le Tigris DTS System.
Tableau 15 : Résumé de la contamination de transfert globale sur le Tigris DTS System
Appareil
Nbre de tests
négatifs
valides
Nbre total de
résultats GC
faussement
positifs
% de résultats GC
faussement
positifs
Intervalles de confiance
(IC à 95 %)
Tigris 1
787
0a
0,00
0,00 - 0,38
Tigris 2
791
1
Tigris 3
Tous les
appareils
0,13
0,00 - 0,70
792
c
4
0,51
0,14 - 0,29
2370
5
0,21
0,07 - 0,49
b
a
Aucun résultat GC faussement positif n’a été détecté avec l’appareil Tigris DTS System 1 directement
après un résultat positif avec une valeur cible élevée.
b
Un résultat GC faussement positif a été détecté avec l’appareil Tigris DTS System 2 directement
après un résultat positif avec une valeur cible élevée.
c
Trois résultats GC faussement positifs ont été détectés avec l’appareil Tigris DTS System 3 directement
après un résultat positif avec une valeur cible élevée.
Test Aptima Neisseria gonorrhoeae
72
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Aptima
Rendement analytique du Panther System
™
Rendement analytique du Panther System
Étude de reproductibilité
La reproductibilité du test GC Aptima a été évaluée dans deux laboratoires américains
externes et chez Hologic à l’aide du Panther System. Les tests ont été effectués sur une
période de six jours à l’aide de trois lots de kit de réactifs et par six utilisateurs au total (deux
à chaque site). Les membres du panel de reproductibilité ont été créés en utilisant des
échantillons cliniques d’urine. Les membres du panel positif pour GC ont été créés en
utilisant des échantillons de personnes naturellement infectées ou d’échantillons positifs pour
GC groupés ayant été dilués avec un volume provenant d’échantillons négatifs groupés afin
d’obtenir des membres du panel ayant des gammes RLU cibles moyennes attendues
(positives ou faiblement positives).
Le Tableau 16 présente, pour chaque membre du panel, les données de RLU pour ce qui est
des valeurs moyennes, de l’écart-type (SD) et du coefficient de variation (CV) entre sites,
entre lots, entre utilisateurs, entre séries, au sein d’une même série et de manière globale.
Le pourcentage de concordance avec les résultats attendus est également présenté. Les
échantillons ayant des résultats valides ont été inclus dans les analyses.
Tableau 16 : Données de reproductibilité du Panther System
ConMembre Concordcord.
du panel ants/N
(%)
RLU
Entre sites
moySD
CV
enne
(x1000) (x1000) (%)
Entre
utilisateurs
SD
CV
(x1000) (%)
Entre lots
SD
CV
(x1000) (%)
Entre séries
SD
CV
(x1000) (%)
Dans une
même série
SD
CV
(x1000) (%)
Total
SD
CV
(x1000) (%)
Négatif
108/108
100
2,1
0,0
0,0
0,0
1,4
0,0
0,0
0,0
0,0
0,2
11,9
Faible
Positif
105/1051
100
926,1
81,2
8,8
0,0
0,0
98,4
10,6
86,2
9,3
361,5
39,0
392,9 42,4
Positif
107/1072
100
6196,9
247,5
4,0
23,7
0,4
315,1
5,1
136,5
2,2
187,4
3,0
463,5
0,2
12,0
7,5
Concord. = concordance, CV = coefficient de variation, N = nombre de membres du panel, SD = écart-type.
Trois résultats invalides ont été exclus de l’analyse.
2
Un résultat invalide a été exclu de l’analyse.
Remarque : La variabilité découlant de certains facteurs peut être numériquement négative, phénomène pouvant survenir si la
variabilité due à ces facteurs est très faible. Si tel est le cas, la variabilité mesurée avec l’écart-type et le %CV est fixée à zéro.
1
Étude de sensibilité analytique
La sensibilité analytique du test GC Aptima a été évaluée en utilisant quatre matrices
d’échantillons représentatives. Il s’agissait d’échantillons d’urine, d’échantillons de frottis en
milieu liquide PreservCyt, d’échantillons vaginaux sur écouvillon et de STM. Les panels ont
été créés en ensemençant le rRNA de GC dans des pools de ces matrices à 12,5 CFU/mL
et à 125 CFU/mL (25 fg/test et 250 fg/test). Ces panels ont été testés sur trois appareils
Panther en réplicats de 60 et en utilisant deux lots de réactifs. La concordance positive avec
les résultats attendus a été calculée. La concordance avec les résultats attendus était de
100 % (IC 95 % 95,7 - 100 %) pour tous les panels d’échantillons d’urine, pour tous les
panels d’échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt, pour tous les échantillons
vaginaux sur écouvillon et pour tous les panels STM. La sensibilité analytique pour le test
GC Aptima est de 125 CFU/mL.
Spécificité analytique
La spécificité analytique n’a pas été évaluée pour le Panther System. Consulter la section
Rendement analytique du Tigris DTS System pour l’Étude de l’équivalence de la spécificité
analytique.
Test Aptima Neisseria gonorrhoeae
73
502486FC Rev. 005
Aptima
Bibliographie
™
Substances interférentes
Les substances interférentes n’ont pas été testées sur le Panther System. Consulter la
section Rendement analytique du Tigris DTS System pour l’Étude de l’équivalence des
substances interférentes.
Études de contamination par transfert pour le Panther System
Une étude analytique échelonnée a été réalisée en utilisant des panels ensemencés sur trois
Panther Systems. La contamination de transfert a été évaluée en répartissant des échantillons
avec un titre élevé de GC parmi les échantillons négatifs (environ 20 % du total). Les séries
comprenaient des regroupements d’échantillons fortement positifs et des regroupements
d’échantillons négatifs ainsi que des échantillons fortement positifs isolés répartis dans la
série. Les échantillons à titre élevés étaient préparés en ajoutant du rRNA de GC dans du
STM pour obtenir une concentration finale de 5 x 105 fg de rRNA/réaction (conc. équivalente
de rRNA de 2,5 x 105 CFU/mL). L’analyse a été réalisée pour 5 séries sur trois Panther
Systems, soit 2 939 échantillons négatifs au total. Le taux de contamination de transfert
global était de 0,07 % avec un intervalle de confiance de 95 % de 0,02 à 0,25 %.
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